Pectoskin

The feasibility and scientific plausibility of the project are presumed to be discretionary. As a rule LP refrains from giving overall contextual connections in public digressions - in the interest of protecting expertise! Furthermore, this discretion should not, may not and cannot not be used for research purposes.

Table of contents: Executive Summary

I Market evaluations

Preamble

Art. 1 Competitive market

Art. 2 Highlights

Art. 3 Opportunities and risks

Art. 4 Raw material factor & equipment

II Pectinization verification

Preamble

Art. 1 Endo-polygalacturonase activity

Art. 2 Short pectin anatomy

Art. 3 Pectin production process

Art. 4 Chemical structure of pectin

Art. 5 Rhamnose sub-bond

Art. 6 Gel formation according to degree of esterification

Art. 7 Pectinolytic enzymes

Art. 8 Enzyme nomenclature

Art. 9 Coenzyme

Art. 10 Pectinesterases

Art. 11 Extraction of pectinolytic enzymes

Art. 12 Quality measures

Closing note Pitch deck

THE IP LEGAL DISCLAIMER: In order to preserve the "Intellectual Property" (IP), the overall presentation of the research details for the process engineering extraction and gelation of pectins from sugar beet pulp is not included. Only fragments that are structurally the same are presented, on the basis of which the research-scientific procedural steps can be reconstructed in a plausible way. Nevertheless, this sketch is subject to copyright protection. IP infringements are sanctioned in accordance with § 106 Copyright Act (UrhG) Section 78 para. 3 no. 4 German Criminal Code (StGB). © LP

Executive Summary

LP provides confectionery manufacturers with a new source of raw materials: Sugar beet pectin obtained from beet pulp. The term "pulp" refers to all water-insoluble constituents from beet that accumulate after extraction of the sugar-containing cell sap as cellulose, hemicellulose, (proto)pectin, etc. The latter transforms LP to gellable pectin– for the first time ever! As a note:

Above all, gelatin production requires tryptophane-free proteins in the form of hydrolyzed collagen from mostly animal waste. However, the fact that the peptide chains used for this purpose are constructed in a left-turning helix molecular structure analogous to right-turning polysaccharide pectin chains prompted competitors to replace gelatin with pectins (with the exception of sugar beet - due to a lack of technical expertise). LP is changing this: using new microbial enzymatic techniques, LP ferments the protopectins, which have not yet been considered gellable anywhere, with the help of specially cultivated bacteria (in addition to specified yeasts), in such a way that they achieve the required elasticity and firmness of gummy bears. In order to achieve this to the necessary standards, knowledge in biology and microbiology as well as in molecular medicine and biochemistry is required, along with higher mathematics and corresponding physics. However, since universities and institutes generally do not conduct interdisciplinary research, such a comprehensive range of topics can only be addressed by a researcher covering these requirements.

In the meantime, feasibility can be proven both scientifically and on the market. All necessary testing measures were pre-invested and implemented by LP:

LP developed new microbial enzymatic processes for gelling sugar beet pectin.
LP cultivated esterification-supporting microbes and bacteria for this purpose.
LP bred specified yeasts such as Saccharomyces parallel to step 2.
LP fermented these microbially-enzymatically prepared protopectins into gellable pectins.
LP added starch-forming enzymes (potatoes, corn, etc.) to the "pectinization process"...

I Market evaluations

Preamble

Over the past 200 years, so many durability methods have been developed that consideration for our health has remained neglected for far too long. This truth has caught up with us. This problem of humanity cannot be reduced in terms of demographic global requirements, nor should it be ignored: since the Neolithic Revolution over 7,000 years ago, humans have domesticated about 7,000 plants and almost the same number of animal species. For over 100 years, however, fewer and fewer different raw materials are used (currently only 12 crop species - one of which is sugar beet - and 14 livestock species cover over 98% of our global food requirements). Since this trend will increase, more attention should be paid to the remaining plants used for food, which LP is doing.

Art. 1

Competitive market

No one in the world before LP has succeeded in making sugar beet pectin haptically gellable. The most common non-animal alternative to this kind of gelatin is algae. Apples, citrus fruits, and corn can nevertheless find a serious raw material niche here. Algae, however, are basically nothing more than fecal (colibacterial) binding products of mostly animal/human excrement. Furthermore, algae are generally decomposed by toxics in such a way that their processing into alternative gelatin is unhygienic. No industrial processor is sufficiently capable of cleaning this "fecal product" of toxic substances so precisely that it can be used with a clear conscience as an alternative raw material. Moreover, the fact that transformed sugar beet pectinization is not yet accessible to anyone else gives this world innovation a self-explanatory market advantage. In addition, the EU Sugar Regulation, which expired on September 30 2017, sent sugar beet market prices on a life-threatening downward spiral, making millions of tons of beet harvested each year worthless and superfluous – this trend is further increasing. The previously mindless devaluation of sugar beet will need to be reevaluated.

Furthermore, the specific properties of this pectin, which has been decoded by LP for the first time, hold the potential of pH-balancing, immunomodulating, detoxifying, anti-inflammatory, antioxidative, and regenerative efficacy that is still untapped in the global cosmetics market - while the dermatological application of the beet pectin products prepared by LP does not require the use of synthetic substances.

Art. 2

Highlights:

Thanks to microbial-enzymatic gelation methodology, the following additional specific property in the sugar beet pectins is derived: by means of bacteriological application steps (using lactic acid proteins adjusted to pH < 3.7), a large number of free valences are produced at the C41H60O36 chains, which are thus enabled to excessively uptake nutritionally significant vitamins. This is especially true with regard to the equally important health aspect! The lactic acid required for microbial-enzymatic gelling does not come from animal milk, but instead for example from glucose syrup from GMO-free corn. LP thus also fulfills the vegan criterion and at the same time excludes the allergen labeling that is subject to EU regulations. LP also optimally requires the integration of vitamins: on the C41H60O36 chains, lactic acid (C3H6O3) is used to produce a large number of free valences (Ø1:12!), resulting in above-average vitamin coupling. This non-animal lactic acid or, analogous to the above-mentioned C41H60O36 chains, right-turning lactic acid also achieves far higher congruence as a result...

Art. 3

Risks and Opportunities

The market opportunities for the new raw material source to be developed, sugar beet (proto)pectin, are beyond question for the aforementioned reasons. In this respect, this market lead is only subject to risks if this "secret formula" is mishandled. This makes it all the more important to take into account the cooperation with companies that may be involved in research: LP will only permit the exchange of research/knowledge with partners who may be involved in the research if they do not have knowledge of the overall breakdown of the procedure. In practice, LP keeps the following confidential: all the microbes or bacteria, enzymes, yeasts etc. that LP uses in the microbial-enzymatic research and development process are the real secret to the mixture. As the "key/encryption supplier", LP personally and exclusively monitors compliance with industrial property rights. It should also be considered that the "swine flu" is breaking out with increasing frequency in different virus variations (A/H1N1, A/H1N2, A/H3N2, etc.) and "foot-and-mouth disease virus" (FMDV in a similarly different variation) is spreading visibly in cattle, along with what is generally known as the "avian influenza” (A/H5N1, A/H7N9, A/H5N8, etc.) – these are all animals from which gelatin is obtained for confectionery manufacturers, making the development of a new source of raw materials indispensable. It goes without saying that the aforementioned "fecal binding product" agar-agar is not used as an alternative raw material, in accordance with nutritional-physiological quality responsibility. Besides the comparatively small pectins from the peel of apples, citrus fruits, etc., sugar beet pectin is the only major alternative!

Art. 4

Raw material factor & equipment

According to fragmentary projections, beet pectin extraction and processing results in a raw material cost savings potential of >70% below that of conventional processes. In practice, the sugar beet/pulp processing required for this is carried out in the following order (simplified summary):

Wheel loader fills truck with sugar beet/pulp.
Truck unloads sugar beet/pulp into hopper via conveyor belt.
Conveyor belt guides these via vibrating screen, on which water is pelting via pressure nozzles.
Beets/pulp pre-cleaned in this way are transported from the vibrating screen to the coarse chaff mill.
Coarsely chopped material is ground by adding saponin-shifted NaCl solution by means of another knife mill.
The result is then homogenized and ground again with a high-frequency mill.
Suspension is then mechanically stirred in large boilers for 2 hours.
The contents of the boiler are pressed through nylon filter bags with a suction outlet.
The remaining filter cake is again "wrung" from the filter bag.
Centrifuge the filtrate at 4°C.
Clear supernatant is concentrated with ultrafiltration.
Enzyme solution, salts, reducing sugars and all what could still pass through the membrane, together with H2O, are removed.
As soon as the enzyme solution is concentrated, the membrane is rinsed with a NaCl solution (4°C) added to the retentate.
The remaining enzyme extract is freed from the soluble substances with low molecular mass by means of a dialysis bath.
Dialysis solution = deionized water, NaCl and a very small amount of sodium azide (against microbial growth).
The enzyme extract is then passed through a semi-permeable membrane (a "dialysis tube" made of cellulose).
Dialysis tube is boiled before filling with enzyme extract for disinfection.
The filled dialysis tube is leaded (at constant 4°C) twice in dialysis solution for at least 4 hours each time.
The extract is centrifuged again to remove residual small precipitates.
The enzyme extract is then dried to powder.
To begin with, the powder is cleanly temporarily stored.
The pectins are then precipitated from this powder and prepared for microbial-enzymatic gelling...
Pectins from the sugar beet pulp that can be gelled can then be used by confectionery manufacturers.

Steps 1-22 take place in a pectin factory. Step 23 concerns confectionery manufacturers. LP's part included:

LP developed microbial-enzymatic manufacturing processes for the industrial gelling of sugar beet pectins.
LP cultivated (using chemotaxonomic and phylogenetic identification steps) a large number of esterification-supporting bacteria, which together achieve an oxidizing effect in order to provide binding aids by means of free valences.
LP bred - parallel to TZ 2) - yeasts specified by means of microbiochemical convergence exclusion steps, e.g. Saccharomyces.
LP fermented the microbially-enzymatically prepared beet protopectins in TZ 2+3) (with the aid of the above-mentioned bacteria, yeasts etc.) to gellable pectins. However, this was no longer a matter of fundamental proof of feasibility, but instead of process detailing of a) efficiency of raw material yield, b) determination of the equipment required for industrial production and c) overall cost optimization. With step in TC 4), the target result of the steps in TC 2+3) was already reached as the basis for the subsequent step in TC 5).
LP added starch-forming enzymes (from potatoes, corn, etc.) to the pectinization process in order to achieve the required elasticity and stability with their supplementary aid.

II. Pectinization verification

Preamble:

People prefer more energy-rich foods to more natural ones. In evolutionary history, this is mainly due to the great trauma called and , which has been going on throughout human history. In addition, the oversized human brain devours an enormous amount of energy. The energy used in the search for food has always had to produce correspondingly higher yields as a result. Conclusion: nutritionally, humans prefer to consume more energy-rich / animal proteins vs. digestion-friendly / plant proteins. This also applies to animal gelatin from various confectionery manufacturers. In times of climate change and global environmental pollution, it is now only logical to promote vegetarian food, while reducing our meat consumption to a healthier level. This is against the backdrop of a shortage in animal raw materials and an increase in raw material prices. Why and how LP uses sugar beet as a new source of alternative raw materials for confectionery manufacturers is highlighted in the following side note.

Art. 1

Ando-polygalacturonases activity

The “pectin” ingredient in sugar beet is relevant here. It is obtained, for example, from press shreds from beet sugar production. After this has been turned into thick juice from biogas, the thick juice contains plenty of pectins, so an economic interest in its gellable usability is self-evident. The quantification of pectinolytic enzymes in sugar beets is essential to determine how active they are. Since the activity of the endo-polygalacturonases breaks down the long-chain pectins into short-chain pectin fragments, it is precisely this property that makes sugar beet pectins unsuitable, since they exhibit such altered gelling properties that their viscosity (even in aqueous solutions) does not permit gelling in this way. An important Casus Cnactussubdues the endo-polygalacturonase activity (e.g. when storing thick juice). The comparatively low degree of esterification of sugar beet pectin is therefore partly due to pectinesterase activity. Conversely, this means: just as it is possible to successively reduce the desesterification step by adding microbial pectinesterase removal enzymes when the plant's own pectinesterase has a correspondingly high activity, it should also be possible to increase the degree of esterification by adding microbial pectinesterase removal enzymes (with the aid of bacteria cultivated specifically for this purpose and special yeasts), insofar as this reduces the activity of the endo-polygalacturonase. The pH value is particularly important here, since, for example, when the thick juice is stored, lactic acid fermentation occurs, which causes the pH value to drop to 3½. Our research therefore particularly focuses on the sugar beet enzymes, as they are essentially responsible for the degradation of sugar beet pectins. This means it is necessary to find out how active these enzymes areand under which conditions they optimally degrade pectin, in order to find out how this process can be counteracted enzymatically and microbially.

Art. 2

Short pectin anatomy

Besides gelatin, pectin is the high-molecular natural product par excellence. It has gel-forming properties and is primarily used as a hydrocolloid. Pectins themselves are highly branched polysaccharides which occur in all higher land plants as so-called "structural elements". Pectins are located in the middle lamella, a layer between the cells and cell clusters, where they hold the cells together as a kind of "cement substance". In the aforementioned middle lamella they form, together with hemicellulose and glycoprotein, an amorphous matrix. Cellulose microfibrils are then embedded in it. The decisive factor here is that Ca++ bridges are formed between the individual pectin molecules, without which no interconnection of the pectin molecules would otherwise be possible (see fig.).

Art. 3

Pectin production process

To date, there are two larger process groups for pectin production. The larger one is conventional: the acid hydrolysis by means of sulphuric acid solution causes the otherwise insoluble protopectin to be dissolved out of the cell walls of the starting materials. The extracted pectin solution is then filtered and evaporated. It is then precipitated by adding alcohol (e.g. isopropanol). The raw pectin is produced, which is then dried, ground and homogenized. Furthermore, the extracted pectins are precipitated with aluminum salts, or the dried plant-based residue is treated with gaseous ammonia in order to extract the "amidated" pectins with water (or a strongly diluted lye). These are finally precipitated by means of an acid. The second major process group is the biotechnological process in which enzymes are used to extract and modify the otherwise insoluble protopectin from the middle lamella. The enzymes used here are called "protopectinases" and are obtained from microorganisms (Candida guilliermondi, Bacillus licheniformis spore amongst others).Compared to the conventional traversing group mentioned above, a significantly higher yield and lower energy consumption are achieved. Also, in doing so, no nitrate-loaded pomace is produced. This so-called biotechnological production process, however, influences the chemical structure of the pectin and modifies its properties as a result; nevertheless, this process is of particular research relevance for LP. LP extracts the pectin purelyphysically...

[The know-how of the procedure developed by LP is only shown in a plausible way and is completely subject to secrecy.]

Art. 4

The chemical structure of pectin

The chemical structure of pectin is of particular importance: similar to the collagen structure, pectin is determined by the plant species, as well as (and this is particularly noteworthy) the respective plant component, the plant age itself, plant cultivation and breeding. Pectin generally belongs to the large group of polysaccharides. According to its basic structure, it usually consists of α-1-4-glycosidically linked D-galacturonic acid molecules, which are esterified with methanol amongst others. Plant regions, in which

almost only galacturonic acid molecules are anchored, (see schem. Fig. r.) are regarded as unbranched and are called homogalacturans. Only 1 rhamnose unit (C6H12O5) comes out of about 200 galacturonic acid units. On the other hand, the strongly branched regions (“hairy regions”) are built up in the backbone of the pectin molecule, alternating between α-1-4-linked D-galacturonic acid molecules and α-1-2-linked L-rhamnoses. The side chains of the "hairy

regions" are formed from glycosidically bound D-galactoses, L-arabinoses and D-xyloses, which give them high resistance to pectinolytic enzymes. Hairy regionsaccount for max. 5% of the total galacturic acid content of the pectin molecule. In the latter, the galacturonic acid units are rotated by 120° against each other, so that every fourth takes the same position. On the other hand, the dissolved molecule takes on a helical structure in which 3 galacturonic acid units form 1 complete turn (by virtue of steric factors and above all, stabilizing hydrogen bridge bonds).

Art. 5

Rhamnose Sub-bond

As a rule, two neighboring helixes (in the solution) are arranged exactly parallel to one another. But the regular helix structure is interrupted by the rhamnoses, which then leads the linear pectin structure to buckle and thus negatively influences the hydration ability and the gelling properties. The macromolecular dimerization of the pectin chains influenced in this way disturbs the formation of important adhesion zones and favors the immobilization of solvents (usually water). As a result, the rhamnoses responsible for this must be made enzymatically ineffective. This is because in the end: For gel-forming properties, the degree of galacturonic acid molecule esterification of the carboxyl groups is decisive. However, these are partly neutralized with methanol and partly (or completely) neutralized by negative cations (e.g. Na+and Ca++). Pectins are high and/or low methylated. (Highly methylated pectins have a degree of esterification of more than 50%). There are no further subdivisions; only the group of medium methylated pectins, with a degree of esterification that varies between 45 - 65%, should be mentioned briefly. A detailed description of the enzymatic-microbial rhamnose sub-bond is left out due to IP.

Art. 6

Gel formation according to the degree of esterification

During gel formation, the degree of esterification of the pectin is closely related to the gel formation rate and the texture of the gels themselves. In other words: highly methylated pectins gel faster, and do this at higher temperatures. To form the gel itself, a sugar content of at least 55% by weight and a pH value of 1 to 3½ is required. The acid ensures that the pectins are not negatively charged and repel each other as a result. In the meantime, the sugar binds the water, which would otherwise be absorbed by pectins. In this way, binding between the molecules is prevented. If the ratio of pH-value and acidity is correctly adjusted, a sufficient number of pectin molecules appear, after which the pectin chains can be connected with one another (with the help of corresponding hydrogen bonds). Pectins with a degree of esterification below 50% require the additional use of calcium, but sugar is no longer needed. In this reaction, the pH range (by adding calcium) is between 1 and 7. Pectic acid itself is pectin with a degree of esterification of less than 5%. However, pectic acid is able to form gels under the same conditions (equal to the low methylester pectins). At high pH values (due to the high content of polyvalent cations) the pectic acid even precipitates as pectate (salts of unesterified pectin acids). However, contrary to general assumptions, sugar beet pectic acid (C41H60O36) has theproperty of being prepared enzymatically and microbially in such a way that it is able to form solid gels (like higher methylester pectins). Details are also left out here due to IP.

Art. 7

Pectinolytic enzymes

Enzymes are bio/protein polymers, which are formed by cells and work as so-called "biocatalysts". They consist of one or more subunits composed of amino acids (20 in total). These in turn form a protein-specific sequence and are linked to each other via peptide bonds. Peptide bonds in turn are formed by carboxyl/amino groups of individual amino acids (with elimination of water). If there is a compound of more than 100 amino acids, it is referred to as a protein. If the compound contains between 10 and 100 amino acids, it is considered a polypeptide. In the enzyme, proteins take on a specific structure and are spatially arranged so as to form a three-dimensional structure with a pocket-like depression (the center of action). This specific, 3-dimensional structure is a prerequisite for enzymes being able to form an "enzyme-substrate complex" with very specific substances (referred to as substrates). The dynamic, spatial arrangement in the action center determines the "key-lock principle" of the enzyme. The power of this arrangement hardly requires any activation energy, which leads to an immense increase in the speed of the actual reaction process. Bio/chemical reactions are therefore increased 10EXP10 - to 10EXP20 - fold. The molecular weight of each enzyme is between 10,000 and several million daltons. However, these enzymatically catalyzed reactions are also subject to typical saturation kinetics. Since enzymes (in comparison to chemical catalysts) can only catalyze one or very few reactions at a time, one speaks of reaction-specific catalysts, whereby the specificity of this enzyme catalysis does not concern the substrate as a whole molecule, but only the chemical groups of the substrate. This makes the enzymatic research of LP all the more precise.

Art. 8

Enzyme nomenclature

With regard to their nomenclature, it is also noticeable that for a large number of different enzymes several names are often used at the same time (which is certainly due to the fact that earlier enzymology arbitrarily gave the enzymes names). It was not until much later that enzyme names were created by adding the suffix "-ase" to the substrate converted by the respective enzyme. As a result, starch-splitting enzymes were soon called "amylases" and fat-splitting "lipases". According to their respective functionality, various enzyme groups also received trivial names such as "oxidases", "dehydrogenases", "decarboxylases", some of which have survived to this day. A precise nomenclature is provided by the IUB, which describes the mechanism of the reaction more precisely... Further details are omitted, since the addressee(s) may also be familiar with the complex enzyme classification. According to IUB, each enzyme is assigned a key number, which is identified as an EC number, and its first number reveals the main class of enzymes. There are a total of six main enzyme groups. For example, the pectinesterase has the key number "PE, EC 3.1.1.11", where the 3 stands for the third main group and therefore indicates that this enzyme is a hydrolase. Cofactors or coenzymes in enzymatic reactions are no less important and the non-protein molecules are mainly required by the enzymes of main groups 1, 2, 5 and 6.

Art. 9

Coenzymes

Coenzymes that participate in reactions (like a 2nd substrate) are co-substrates. One of the most important coenzymes is the NADP+molecule, since it is hydrogen-transferring. These coenzymes are usually firmly linked to the actual enzyme, and are occasionally also linked by covalent bonds with the protein. The resulting enzyme and coenzyme complex is called a holoenzyme, which has a protein component called an apoenzyme. This presence of coenzymes is therefore decisive for enzyme activity (cf. Art. 1, endo-polygalacturonase activity control). There are still many other factors influencing enzyme activity (pH value, concentration of dissolved salts, reaction temperature, pressure, etc.), which are assumed to be known to the addressee(s). As a result, no further details are provided. It should also be noted that by quantifying the increase in reaction product of the decisive pectinolytic enzyme "exo-polygalacturonase” also determines the activity of this enzyme by photometrically measuring it, in addition to pectin esterase and endo-14-polygalacturonase, which are determined on the basis of its activity.

Art. 10

Pectin esterases

Pectin esterases, also known as pectin methyl esterases, like polygalacturonases belong to the large main group of hydrolases. On closer inspection, however, they belong to the subgroup of carboxyester hydrolases. Of course, these enzymes hydrolyze the methyl ester groups of pectin. As a result, high methylester pectin results in low methylester pectin, which is formed by the action of pectin methyl esterases on the methyl ester groups of the pectin to form pectic acid and methanol. In this case as well, LP (in the logical reverse) enzymatic-microbially transfers the low esterification into high esterification. As usual, IP-related details are also (and especially here) omitted. Only this in advance: the polygalacturonases catalyze the cleavage of the α-1-4 glycosidic bonds between the galacturonic acid molecules of the pectin. The endo-polygalacturonase (EC 3.2.1.15) cleaves the pectin chain quite randomly, whereas exo-polygalacturonases (EC 3.2.1.67) cleaves monogalacturonic acid units (dimers) from the non-reducing end of the chain. (Exo-polygalacturonases and endo-polygalacturonases occur in all higher plants and numerous microorganisms). Furthermore, since the formation of an enzyme-substrate complex can only occur in the immediate proximity, free cayrboxyl groups are used without exception via hydrolysis. Along the pectin chain, therefore, ever larger sections are formed in which pectin is de-esterified - a basic prerequisite for further hydrolytic cleavage by polygalacturonases! In accordance with the enzymatic "key-lock-principle", the reverse conclusion is also drawn here from de-esterification to esterification (which in practice is much more complicated than it sounds here).

Art. 11

Extraction of pectinolytic enzymes

Pectinolytic enzymes occur only very scarcely in plant tissue. This makes their correct extraction process all the more important, which usually takes place in the following two ways: the first is by precipitating the enzymes using ammonium sulphate, whereas LP prefers ultrafiltration, since this is not so time-consuming and also has a much lesser effect on enzyme activity. However, both manufacturing processes must be carried out in all their steps at 4°C, because enzymes are inherently thermally unstable. Enzyme extraction through ultrafiltration takes place in three process steps:

Digestion of the cell tissue (plant tissue is transformed with the addition of saponin-transferred NaCl solution using a knife mill). Homogenization and further, finer transformation of the plant tissue pieces, e.g. using Ultra-Turrax. The suspension is stirred for two hours, and then passed through a nylon cloth or similar to separate the remaining components for the first time; the remaining filter cake is then wrung out with a nylon cloth. Centrifuge filtrate at 4°C.
Clear supernatant is concentrated with ultrafiltration; enzyme solution then becomes salts, reducing sugars and any substances that could still pass through the membrane, together with water. As soon as the enzyme solution is concentrated to a certain volume, the membrane is rinsed, to the intended degree, with a NaCl solution added to the retentate and tempered to 4°C.
The remaining enzyme extract is freed from low molecular weight soluble substances by means of a dialysis bath containing a dialysis solution of deionized water, NaCl and very low sodium azide. Sodium azide is meant to prevent microbial growth. The enzyme extract is located underneath in a semi-permeable membrane (cellulose "dialysis tube"). The dialysis tube is boiled before filling with enzyme extract for disinfection. Filled dialysis tube leaded (at constant 4°C) twice in dialysis solution for at least 4 hours. Extract is centrifuged again to remove residual small precipitates.

Finally, the enzyme extract can be used to determine the activity of the endo-polygalacturonases and pectinesterases (cf. again Art.1, casus cnactus)! Furthermore, the consideration of the colloidal influencing parameters is considered an essential measurement criterion.

Art. 12

Quality measurabilities

State-of-the-art rapid methods for the analysis and guarantee of food quality increasingly require the search for chemical-physical quantities that can be measured as quickly as possible and reliably meet the quality requirements. One of the most recent methods is rheological (rheology = science of material deformation/flow behavior, sub-discipline of elasticity/plasticity theory together with fluid mechanics of non-Newtonian fluids). In general, it is responsible for the research of "continuum mechanical" problems, i.e. the evaluation and conclusion of material laws required for this purpose, namely from the microscopic or nanological basic structure of different material precipitates (suspensions, macromolecular systems, etc.).

However, the general literature so far hardly reveals any material-scientific information on the fluid-dynamic behavior of raw materials and intermediate/final/byproducts of all industrial manufacturing processes. As a result, LP attached particular importance to an all-encompassing, material-scientific examination of the processing technologies. Before LP there was already marginalresearch work on the fluid dynamic behavior of concentrated solutions in the evaporation station, although the fluid dynamic characteristic values of the intermediate products were largely only determined by LP: Its material scientific and rheological investigations led to some unexpected conclusions about the chemical and physical processes in, for example, subsequent process steps:

Determination of physical-mechanical properties of the raw material in relation to ingredients.
Evaluation of the rheological behavior of native extraction juices directly after crushing beets.
Creation of a viscosity matrix for the processing of aged beets.
Determination of the rheological combination behavior of pure molasses, vinasse, sucrose solution... as a function of temperature (30 to 130°C), dry matter and lime salt content, pH value, etc.
Rheological characterization of molasses and vinasse in relation to dry matter and their chemical consistency.
Determination of the influence of viscosity by pectin and dextran in raw extract.

Furthermore, since the rheological behavior of vinasse (a derivative of molasses fermentation) prior to LP has hardly been investigated, LP was the first to find out that the dependence of the flow behavior (Newton/non-Newton) is largely determined by the previous process – but not by the dry matter. LP also found out that – contrary to expectations – density and specific heat capacity of the thermal conductivity coefficient (together with specific boiling point increase) do not necessarily have to be taken as a basis for the thermal physical characteristic values, which considerably simplifies the process overall. However, the thermal-physical characteristic values served LP as orientation data for the rheological vinasse measurement that it had newly developed. [For editorial reasons, the following section is written in German.]

IV. Mikroskopische Anatomie der Zuckerrübe

I. Zuckerrübensamen

Vorweg gilt: handelsüblicher Zuckerrübensamen ist kein eigentlicher im botanischen Sinne. Vielmehr ist der Same der „Beta vulgaris“ ein Kompakt aus 3 einsamigen Früchten, die folgenderweise entstehen: Kurz vor Beginn der Blütezeit finden sich in der Achsel der Bractee (Hochblatt im Blütenbereich) bis zu 5 nichtgleichaltrige Blütenknospen, von welchen i.d.R. nur 3 zur Ausbildung kommen. Diese befinden sich auf einem sehr kurzen, oben recht dicken Stiel, an dem das Ursprungstragblatt kaum noch sichtbar ist. Die Einzelfrucht selbst ist schließlich von einem fortgewachsenen, fünfzipfligen Perigon (Blütenblatt) eingehüllt. Die Blütenspitze erscheint unterdes von oben gesehen rundlich-dreieckig. In ihrer Spitze liegt eine kleinere Vertiefung, in welcher der Rest der Narbe (oberer Abschnitt des Fruchtblattstempels der Blüte) anzutreffen ist. Diese Narbe wiederum ist von den Rudimenten der fünf Filamente (Staubfäden des pollen-produzierenden Blütenorgans) umgeben – siehe obige Abb. von Prof. Dr. Otto Wilhelm Thomé anno 1885! Das Pericarp (Fruchtgehäuse) besteht innerhalb der Epidermis aus einem mehrreihigen, dünnwandigen und inhaltslosen Parenchym (spez. Stützgewebe) und aus einer von sog. kristallführenden Steinzellen zusammengesetzten Hartschicht. Diese Hartschicht umschließt die ins Perigon eingesenkte Frucht mit einer knochenharten Hülle. Und genau hierin findet sich der eigentliche Same. Dieser Same weist eine glänzend braune Farbe auf, ist linsenförmig platt zusammengedrückt. Sein maximaler Durchmesser beträgt 2 Millimeter, seine Dicke etwa 1 bis 1,5 Millimeter. Mit seinem Längsdurchmesser liegt er gewöhnlich horizontal in seiner gepanzerten Fruchthülle eingebettet. Und gemäß seiner äußeren Gestalt und Position verkörpert er bildhaft den Embryo der Beta vulgaris, dessen Radicula in Form einer dezenten Furche und eines eher stumpfen Fortsatzes dieses rundlichen Samens erkennbar ist. Schneidet man den Samen axial, d.h. im Horizontalschnitt der Frucht, so sieht man in der hauchdünnen Samenschale peripherisch den linearen, kreisförmig gerollten Embryo, in dem wiederum kreideweiß mehliges Eiweiß steckt.

Am Embryo lassen sich mit einer einfachen Lupe die einzelnen Hauptteile, d.h. die linearen, aneinandergelegten Kotyledonen (Keimblätter) und die in den zitzen-förmigen Fortsatz hineinragende Radicula unterscheiden. Hingegen besteht die Samenschale selbst aus zwei Teilen: die innere Samenhaut (erbsengelb, aus einer Schicht polygonaler, unregelmäßiger, tafelförmiger und interzellularloser Zellen, mit mittelstarker Zellmembran, unmittelbar dem Embryo und dessen Eiweiß aufliegend); die äußere Samenschale (tiefbraun gefärbt, im trocknen Zustand papierartig glänzend, ja runzlig, aus zwei Zellschichten gebildet, deren dünne, polygonalen Wände ohne Interzellularräume aneinanderstoßen). Beide Samenschalen gehen ihrerseits aus den Integumenten (spezifische Hüllschichten) früherer Samenknospen hervor, welche der jeweiligen Anzahl an Zellschichten immerzu identisch sind. Der Embryo selbst umlagert kreisförmig das Sameneiweiß. An seinem Wurzelende findet sich erkennbar eine Wurzelhaube, bestehend aus 8 bis 15 verschiedenen Zellschichten. Die Epidermis des fortwährend auf der Radicula sich aufbauenden, hypokotylen Gliedes besteht aus einer Schicht von radial gestreckten, viereckigen Zellen mit etwas verdickten Außenwänden. Von ihrer Oberfläche her bilden die Epidermiszellen ein polygonales, nahezu regulärsechseckiges Maschengewebe. Das Rindengrundgewebe ist vom Plerom (meristematisch sich entwickelnder Zentralzylinder der Wurzel) durch eine einfache Scheide getrennt und besteht aus 6 bis 8 verschiedenen Zellschichten. Deren Zellen zeigen eine Längenausdehnung von 0,011 bis 0,012 Millimeter; ihre Breite misst 0,016 bis 0,028 Millimeter; folgerichtig sind sie radial gestreckt. Im ihrem Längsschnitt erscheinen sie viereckig, im Querschnitt polygonal. Nach innen werden sie kleiner. Das Plerom bildet einen zentralen Strang (9 bis 15 Zellen im Durchmesser); dessen Elemente sind zwischen 0,008 bis 0,027 Millimeter axial gestreckt; in ihrem Längsschnitt sind sie rechteckig, im Querschnitt polygonal und i.d.R. sechseckig.

Zwischen den Ansatzstellen der Kotyledonen ist der Vegetationskegel mit Dermatogen versehen, unter denen klar abgegrenzt die primordiale Rinde und das Plerom zum Vorschein treten. Die Kotyledonen selbst bestehen aus einem Strang axial gestreckter Zellen (etwa ein Dutzend Zellen dick), umgeben von 4 bis 5 Zellschichten, dem zukünftigen Chlorophyllparenchym. Die Kotyledone wird von einem Dermatogen völlig umschlossen, dessen Zellen auf der Innen- d.h. der zukünftigen Blattoberseite etwas grösser sind als außen (Blattunterseite). Hinsichtlich des Gewebszelleninhalts des Embryos besteht dieser aus glänzenden, kleinen, in einer ölhaltigen Grundmasse eingebetteten Proteinkörnern. Gleiches gilt für die Epidermis. Das Eiweiß des Samens ist an sich ein Perisperm, welches nur in Konkavität des Embryos auffindbar ist. Dieses Perisperm besteht aus eher großen, polygonalen Zellen mit einem Durchmesser von 0,068 bis 0,140 Millimetern. Ihre Zellwände sind hingegen hauchdünn und bilden dank des dichten Stärkeinhalts der Zellen eine kaum erkennbare Netzhaut, die sich bei Schwefelsäure und Jod braun verfärbt, ohne dabei zu zerfallen, wiewohl sie sich in konzentrierter Schwefelsäure gänzlich auflöst. Diese Zellen sind gänzlich mit Stärkemehl vollgestopft. Dessen Stärkekörner sind von elliptischer oder runder Gesamtform und haben einen Durchmesser von 0,014 bis 0,021 Millimeter. Sie sind aus ungeheuer vielen, sehr kleinen und gleichfalls rundlichen Bruchkörnchen (0.004 Millimeter Durchmesser) zusammengesetzt, welche ihrerseits wiederum so klein sind, dass sie mitunter die Zwischenräume zwischen den zusammengesetzten Körnern in den Zellen auszufüllen vermögen. Zur Samenentwicklung selbst sei Folgendes kursorisch gesagt: die im 3-karpelligen Fruchtknoten (horizontal) liegende, amphotrope Samenknospe bildet zuerst ihr inneres Integument, welches sonach aus dem äußeren hervorragt. Der linear gekrümmte Embryosack liegt in einem feinzelligen, an der Mikrophyle von einer dicken Zellschicht bedeckten Nucleus-Gewebe. Hingegen sitzt der sich entwickelnde Embryo auf einem vielzelligen, mehrreihigen Träger… Details seien hierzu ausgespart.

II. Zuckerrübenembryo

Die Kotyledonen des Zuckerrübenembryos sind von langgestreckt-elliptischer, lanzettlicher Gestalt, und zwar in den kurzen Stiel abwärts verlaufend. Wenn man einen in Alkohol entfärbten Keimlappen mit Kalium hinreichend aufhellt, wird vom Hauptnerven aus ein der Längsachse nach etwas gestrecktes Netz aus sog. Fibrovalsträngen durchs gesamte Grundgewebe sichtbar. Die Netzmaschen zeigen überall in sich freie Enden der Fibrovalstränge, auch zum Rand des Blättchens hin. Zudem fallen sogleich auch die mannigfaltigen, im ganzen Blattfleisch verteilten (an der Blattspitze am dichtesten), kristallführenden Zellen auf. Diese sind auf der Gesamtfläche in etwa genauso reichlich vorhanden, wie auch die Spaltöffnungen, deren Anzahl weiter unten aufgeführt ist. Die Kristallzellen liegen (wie der Querschnitt zeigt) im Schwammparenchym. Sie sind an der Blattspitze kleiner als an dessen Basis. Diese überaus zahlreichen, oktaedrischen Kalkoxalat-Kristalle füllen die Zellen nahezu vollständig aus. Der Querschnitt auf der Blattmitte zeigt das chlorophyllhaltige, aus circa 8 Zellschichten zusammengesetzte Blattfleisch, dessen Zellen oberseits zu einem bis zu 5-reihigen Palisadengewebe zusammengestellt sind und in ihrer Form eher eiförmig als sackartig-gestreckt ausfallen. Unter den Palisadenzellen liegen (unregelmäßig angeordnet) 4 bis 5 Schichten (fast runder) Grundgewebszellen mit weiteren Interzellular-räumen. Die Epidermiszellen (i.d.R. ohne Chlorophyll) sind platte, im Querschnitt rechteckige, rel. dünnwandige Zellen, mit verdickter Membran nach außen. Von der Fläche her sind sie vielseitig; ihre Wände erscheinen auf der Oberseite des Blattes meist gerade, d.h. nur selten unregelmäßig gebogen. Auf der Blattunterseite aber sind die Zellwände vielfach wellig, unregelmäßig ausgebuchtet und ineinandergreifend (bei Blattepidermen keine Seltenheit). Ihr regelmäßiges Gewebe wird beidseits von zahlreichen Spaltöffnungen unterbrochen. Diese fallen im Verhältnis zu den Epidermiszellen auffallend klein aus, sind aber i.Ü. typisch gebaut. Nachmessungen zufolge befinden sich auf der Blattunterseite 52 bis 61 Spaltöffnungen pro Quadratmillimeter, auf der Oberseite allerdings nur 35 bis 42. In ihrer Form jedoch sind sie auf beiden Seiten gleich. Die Oberfläche der Spaltöffnungszellen liegt etwas tiefer als die Oberfläche der angrenzenden Epidermiszellen. Immer dort, wo eine Spaltöffnung vorhanden ist, findet sich auch eine kleine Einsenkung in der Blattoberfläche.

Die Fibrova(sa)lstränge der Kotyledonen verlaufen i.d.R. zwischen Palisaden- und Schwammparenchym. Die äußersten Enden derselben liegen zwischen den rundlichen Parenchymzellen, eng an den Wänden derselben angeschmiegt. Diese kurzen Spiralfaserelemente weisen dementsprechend häufig eine knorrige und zackige Gestalt auf, weiter als die dahinterliegenden gestreckteren Spiralfaserelemente. Ansonsten verhalten sich die Stränge der Kotyledonen sehr ähnlich zu denen der Laubblätter; nur, dass diese in jeder Hinsicht schwächer ausgebildet sind (was weiter unten ausführlicher behandelt wird). Je mehr sich die Lamina der Kotyledone zur Basis hin verjüngt und in den Stiel des Keimblattes übergeht, desto mehr strecken sich die Zellen des Gewebes. Die Epidermiszellen werden in Richtung des Stiels länger, die Wellungen und Ausbuchtungen ihrer Wände geringer, gehen in geradere, regelmäßigere Formen über; die Spaltöffnungen werden seltener; die ringförmigen Gefäßverdickungen gehen immer mehr in spiralige über (und zwar bei denen im Innern des Stranges laufenden zuerst).Das hypokotyle Glied (Keimstengel) ist mit einer Epidermis bedeckt, welche der des Keimblattstiels ziemlich ähnlich ist. D.h., sie weist sehr langgestreckte, tafelförmige, meist viereckige Zellen auf. Und auch hier, in der Epidermis des hypokotylen Gliedes, finden sich Spaltöffnungen, die von gleicher Form und Beschaffenheit sind, wie jene der Kotyledonen. Dort aber, wo die Zellen des Rindenparenchyms mit den Epidermiszellen aneinandergrenzen, findet eine (wenngleich untergewichtete) kollenchymatische Verdickung der Zellwände statt. Ansonsten besteht das Rindengewebe aus dünnwandigen, tonnenförmigen Zellen, welche nicht allzu eng aneinanderschließen, und deren Inhalt Protoplasma ist.

Ihre Größe beträgt in einem ausgewachsenen Keimpflänzchen 0,29 Millimeter in Längsrichtung der Pflanze (bei einer Dicke von 0,067 Millimetern). Zentral in diesem, aus etwa sieben Reihen Rindenparenchymzellen bestehenden Mantel, liegt die Fibrovasalmasse. Auf dem Querschnitt erscheint sie von der Rinde her durch 2 (aus etwa gleich großen Elementen bestehenden) Zellkreise getrennt. Die äußere Zellschicht stellt die Pleromscheide dar, deren Zellen ohne Interzellularräume aneinanderschließen; in Längsrichtung der Pflanze sind sie ca. 0,054 Millimeter lang und 0,039 Millimeter breit. Sie erscheinen im Querschnitt vier- bis fünfeckig, im Längsschnitt hingegen gestreckt rechteckig. Hier weisen ihre Senkrecht- und Querwände eine stark gewellte, geschlängelte Struktur auf, wie sie sonst eher nur in Zellen der Wurzelscheide anzutreffen sind. Und während sie zunächst noch Stärke führen, erleiden sie im weiteren Wachstumsverlauf eine Verkorkung, und zwar noch bevor die Rinde abgeworfen wird (was weiter unten detaillierter behandelt wird). Die zweite, gleichmäßig geschlossene Ringschicht von Zellen unter der Wurzelscheide ist das Pericambium (einschichtige Scheide aus lückenlos aneinandergrenzenden, in Längsrichtung gestreckte Zellen). Es besteht ebenfalls aus unregelmäßig-viereckigen Zellen, zwar etwas kleiner als die der Scheide, doch gleichfalls ohne zwischen sich selbst, den Zellen der Scheide und der Fibrovasalmasse Interzellularräume auszubilden. Dieses Pericambium ist die Mutterschicht aller Nebenwurzeln. Die Fibrovasalmasse des hypokotylen Gliedes besteht aus zwei Strängen, jeder mit seinem Xylem (Holzteil) und Phloem (Siebteil). Diese sind im größten Teil des hypokotylen Gliedes angeordnet, allerdings nicht wie üblich im Stamm, sondern nach Art der Wurzel.

Mit anderen Worten: das Xylem alterniert mit dem Phloem. Bei der fertigen Keimpflanze zeigt sich auf dem Querschnitt (etwa in der Mitte des hypokotylen Gliedes), diametrisch durch den gesamten Fibrovasalstrangkörper verlaufend, eine Linie von 9 bis 12 Holzgefäßen. Die äußersten, der Rhizodermis (einreihiges Abschlussgewebe der Pflanzenwurzel) anliegenden, sind die engsten und zugleich die ältesten; doch je näher sie dem Zentrum liegen, desto weiträumiger und jünger fallen sie aus. Die Wände der ältesten Gefäße sind hingegen spiralig verdickt –in weiten Spiralen verlaufend. Die Wandverdickung der weiter nach innen hin gelegenen Gefäße ist enger spiralig oder auch ringförmig, die der jüngsten ist netzförmig porös. Ihre Querwände sind kreisförmig durchbrochen. An den Enden eines senkrecht die Xylemplatte schneidenden Diameters liegen die zwei Protophloembündel in Form schmaler Menisken (3 bis 5 Zellen in ihrer größten Breite enthaltend). Ihre unregelmäßig-polygonalen Bastzellen weisen auf dem Querschnitt sehr dünne Wände auf. Zwischen Holz (Xylem) und Bast (Phloem) wird der übrige Teil des Zylinders durch parenchymatische, dünnwandige, gestreckte, im Querschnitt polygonal erscheinende Zellen (3 bis 4 Schichten) ausgefüllt. Dies ist dasjenige Gewebe, dessen Zellen van Tieghem in seinem Werk „Cellules Conjonctives“ (1870/71) und Russow (1872) zuerst als „Füllparenchym“ und „Geleitzellen” in einer späteren Arbeit einfach „Leitzellen” nannten, was teils zu nomenklatorischen Missverständnissen führt.

Betrachtet man aber in vorgenanntem Querschnitt das hypokotyle Glied aufwärts, so verändert sich das Bild rd. 2 Millimeter unterhalb des Vegetationskegels: Die Gefäße des Holzes waren bislang zentripetal angeordnet; indem nun die innersten, jüngsten Gefäße nach außen weichen und sich tangential legen, unterdes sich aber auch die ersten, bereits sekundär gebildeten Gefäße an die nunmehr weichenden anordnen, machen sie so im Zentrum Platz für den Markkegel. Dieser wiederum schiebt sich mit seiner sehr feinen Spitze zwischen die Gefäße hinein. Je näher man aber dem oberen Ende des hypokotylen Gliedes kommt, desto größer wird das Mark, und desto mehr Gefäße schieben sich seitwärts, sodass schon bald zwei gegenüberliegende Gefäßbündel vorliegen, deren Gestalt auf dem Querschnitt dreieckig erscheint. Die Basis dieser Dreiecke aber wird von den jüngsten und weitesten Gefäßen gebildet und berührt das Mark unmittelbar. Die Spitzen dieser Dreiecke liegen in der Peripherie des Fibrovasalkörpers, wo sie dann die ältesten und engsten Gefäße produzieren. Die inneren Winkel der beiden Gefäßdreiecke berühren sich jedoch nicht; sie lassen „Füllparenchym” zwischen sich liegen. Doch das Ganze wird vom großzelligen Rindengewebe eingeschlossen, welches hier in seinen (mehr nach außen liegenden) Zellen Chlorophyll führt. Die Epidermiszellen weisen etwa ab Höhe des beginnenden Markkegels papillenartige Ausstülpungen auf. Der so entstehende, spitze Markkegel besteht aus dünnwandigen Zellen, die im Längsschnitt viereckig, nahezu quadratisch, im Querschnitt dagegen polygonal, fast rundlich sind. Die Markzellen teilen sich durch senkrechte, sich allseits windende Wände, und führen auf diese Weise die erste Vergrößerung bzw. Erweiterung des Marks herbei. Die Basis des etwas nach oben gewölbten Markkegels bildet der Vegetationskegel, in dessen Plerom das Mark allmählich übergeht. Über das Plerom, aus welchem das Mark und die Fibrovasalstränge gebildet werden, wölbt sich Periblem und Dermatogen. Geht man jedoch von vorgenanntem Querschnitt durch die Mitte des hypokotylen Gliedes abwärts, so gelangt man an eine Stelle, wo es sich etwas verdickt. Die Verdickung befindet sich in Höhe des Erdbodenniveaus. Unterhalb dieser Verdickung findet fernerhin eine Verjüngung statt, indem dort das hypokotyle Glied in die Hauptwurzel übergeht. Die Verjüngung aber beginnt unterhalb des Abganges der ersten Nebenwurzeln. Sie ist d e r Hauptcharakter des Basaltheilserums der Hauptwurzel.

Die jüngsten Gefäße aber, die dem Zentrum am nächsten liegen, sieht man nacheinander in ihrem Verlauf nach unten verschwinden (sich an die älteren, neben ihnen liegenden anlehnend). An ihre Stelle treten sodann die langgestreckten Pleromzellen, aus denen erstere im Urgewebe der Wurzel entstehen. So verschwindet schließlich ein Gefäß nach dem andern (immer nach der Wurzelspitze zu), indem es sich an das jeweils nächstliegende, ältere anlehnt. Dieser Vorgang erfolgt immerfort zentrifugal, und zwar in beiden Xylemen. So bleiben letztlich nur noch die beiden äußersten, in der Peripherie der Fibrovasalmasse liegen-den engsten Gefäße übrig, welche als solche etwa 2 Millimeter oberhalb der Wurzelspitze ihren End- bzw. ihren Ausgangspunkt nehmen. Exakt hier beginnt ihre ringförmige oder auch spiralige Wandverdickung sowie die Resorption und Durchbrechung der Querwände jener gestreckten Zellen, aus denen sie ursächlich entstanden. Die Wurzelspitze, d.h. ab da, wo die ersten Gefäße ihren Anfang nehmen, ist in ihrem inneren Bau vollständig analog derjenigen der embryonalen Pflanzen, jedoch mit dem folgendem Unterschied: Die Tätigkeit des Dermatogens hat die Wurzelhaube deutlich verstärkt. Etwa 1,5 Millimeter oberhalb der Wurzelspitze, d.h. genau dort, wo die recht junge Epidermis noch von einer Haubenzellenschicht bedeckt ist, sind erste Ausstülpungen der Epidermis-zellen erkennbar, die stetig aufwärts zu Wurzelhaaren heranwachsen und die darüberliegenden Wurzelhauben-Zellen unterdes aufheben bzw. abstoßen. Die Wurzelhaare selbst sind einzellige, dünnwandige Schläuche, die etwas erweitert auf der Epidermiszelle aufsitzen (und zwar auf deren unteren Hälfte). Sie werden etwa 4 Millimeter lang und haben eine gleichmäßige Dicke von etwa 0,007 Millimetern. An ihrer jeweiligen Spitze ist der protoplasmatische, körnige Inhalt am dichtesten… Die Wurzelhaare bedecken ihre Wurzel bis zu einer Höhe von etwa 15 bis 20 Millimetern hinauf. Wie oben bereits festgestellt, befindet sich der dickste Teil des hypkotylen Gliedes auf Erdbodenniveau, nämlich dort, wo zugleich ihr Übergangspunkt in die Basis der Wurzel liegt, und wo auch die ersten Nebenwurzeln auftreten. Und diese gehen in jeweils zwei Reihen aus der Hauptwurzel hervor, und zwar von der Stelle aus, wo die zwei ältesten Holzgefäße eben dem Pericambium anliegen. Bevor das Rindengewebe allerdings von der jungen Wurzel durchbrochen wird, bildet sich eine mehrschichtige Wurzelhaube. Dabei legen sich die neugebildeten Gefäße der Nebenwurzeln immerzu an die nächstliegenden Gefäße der Hauptwurzel an. Ihr Bau repliziert sonach immerfort genau den der Hauptwurzeln.

III. Die ausgewachsene Zuckerrübenpflanze

Art. 1

Blattstiel.

Anatomisch lässt sich keine klare Grenze bestimmen zwischen Blattstiel und dem Rübenkopf, aus welchem die Blattorgane hervorsprießen. Betrachtet man den Querschnitt des Stiels als Grenzbasis, und zwar genau dort, wo der Stiel aus der Rübensubstanz hervorgeht, so zeigt dieser nach außen (unter der Oberhaut) eine kollenchymatische Scheide, die ihrerseits das großzellige Grundgewebe einschließt. Hierin eingelagert (nahe der halbrunden, riefigen Stielunterseite), liegen 7 bis 10 Fibrovasalstränge. Die Epidermis des Blattstiels ist auf dessen Ober- und Unterseite unterschiedlich aufgebaut, je nachdem, ob unter der Epidermis Kollenchym- oder aber Chlorophyllgewebe liegt. Auf der konkaven Oberseite werden die Kanten unter der Oberhaut von 8 bis 15 Schichten kollenchymatischer Zellen eingenommen, ebenso ein Teil der in der Mitte befindlichen Oberseite. Diese Gewebeteile haben eine Epidermis aus langgestreckten Zellen, welche denen des Keimblattstiels ziemlich ähnlich sind. Diese Zellen sind viereckig, langgestreckt, auf den kurzen Seiten meist mit schiefen Wänden aufeinanderstoßend. Sie sind rd. 0,162 Millimeter lang und 0,029 Millimeter breit. In ihrem Gewebe fehlen allerdings gänzlich die Spaltöffnungen, denn das darunterliegende Gewebe ist Kollenchym. Vielmehr liegt zwischen diesen von kollenchymatischen Zellen überdeckten Stellen das chlorophyllhaltige Grundgewebe, und zwar direkt unter der Epidermis. Diese Teile der Oberhaut bestehen aus Zellelementen, die im Wesentlichen stark untereinander variieren. Sie sind eher isodiametrisch, d.h. sie stoßen weniger mit spitzen als stumpfen, abgerundeten Ecken aneinander; ihre Länge misst rd. 0,095 Millimeter, ihre Breite rd. 0,042 Millimeter. Ihnen sind zahlreiche Spaltöffnungen eingelagert: pro Quadratmillimeter durchschnittlich 54,3 Spaltöffnungen. In Längsrichtung stehen sie meist parallel zur Stielachse, wiewohl auch andere, sogar querliegende Stellungen anzutreffen sind.

Die Unterseite weist dieselbe Verschiedenheit des Oberhautgewebes auf. Die Kanten und Riefen werden, wie gehabt, von kollenchymatischen Gewebe aufgefüllt, was offenbar dazu dienen soll, dass der Blattstiel biegefest wird. Die Kollenchymzellen sind im Querschnitt eher regelmäßig 4- bis 6-eckig, mit einem Durchmesser von rd. 0,029 Millimetern. Nach innen werden sie weiter, sie sind interzellularlos und in ihren Ecken und Kanten durch glänzende Verdickungsschichten charakterisiert. Im Längsschnitt sind sie eher gestreckt und faserartig, haben spitzzulaufende Enden, womit sie ein ineinandergreifendes Zellgebilde sind. Ihre Durchschnittslänge beträgt 0,54 Millimeter. Durch dünnere Querwände sind sie in 2 bis 3 Zellen geteilt. Im Frühstadium weisen sie eine gestreckt-viereckige Gestalt auf, deren Querwände schief aufeinanderstoßen. Die schiefen Enden spitzen sich schließlich immer mehr zu, schieben sich zwischen einander, teilen sich dann durch die Querwände in 2 bis 3 Zellen, von denen die größeren immer auch eine größere Zartheit aufweisen, was ihre sekundäre Bildung auch später noch erkennen lässt. In den Rillen unter den Epidermiszellen schließt sich das Grundgewebe des Blattstiels nach innen an; es stellt die Hauptmasse des Blattstielgewebes dar und besteht (gleich dem der Wurzel) aus tonnenförmigen Zellen, von außen nach innen an Größe zunehmend, in Umgebung der Fibrovasalstränge hingegen wieder etwas abnehmend. Ihre durchschnittliche Dicke beträgt 0,119 Millimeter, ihre Länge 0,072 Millimeter. Inhalt dieser Zellen ist vorwiegend Traubenzucker (neben etwas Protoplasma und einem eher großen Zellkern). Dort, wo es wie in den Riefen unmittelbar den Epidermiszellen unterlagert ist, findet sich neben vorgenannten Substanzen als Inhalt auch Chlorophyll. An der Basis des Blattstiels führen nur wenige Zellreihen (3 bis 4) Chlorophyll.

Nach der Lamina hin nehmen die chlorophyllführenden Schichten aber immer mehr zu. Im gesamten Gewebe finden sich zudem Zellen voll kleiner Kristalle aus oxalsaurem Kalk; in der Nähe der Fibrovasalstränge mehr, zur Epidermis hin eher weniger. Entlang dem Blattstiel ziehen sich 6 bis 9 Fibrovasalstränge entlang, die durch etwa 5 Rindenzellen von der Blattstielunterseite und durch etwa 9 Rindenzellen von der -oberseite getrennt sind. An ihren Kanten sind sie kleiner, zur Mitte hin werden sie größer. Das Xylem ist der Oberseite, das Phloem der Stielunterseite zugewandt; dazwischen findet sich das Kambium (= Wachstumsschicht zwischen der Splintholzzone und der Rinde beim Holz). Der radiale Durchmesser dieser Stränge ist kürzer als der tangentiale. Auf ihrer Unterseite, also das Phloem bis etwa zu den Holzgefäßen umgehend, tritt eine nicht klar abgegrenzte Zellschicht auf, welche als eine Art Strang- oder Stärkescheide gedeutet wird. Auf Grund der Inkonstanz sowohl ihres Vorhandenseins als auch ihrer Zellenanzahl und ihrer Stärke, ist dieser Zellschicht daher keine nennenswerte Rolle beim Transport der Stoffe zuzumessen. Dafür aber grenzt messerscharf an diese Zellen der Hartbast. Dessen Zellen wiederum sind kollenchymatisch verdickt und unregelmäßig polygonal; ihr Durchmesser beträgt etwa 0,055 Millimeter.

Der Hartbast umschließt das Gefäßbündel halbmondförmig; in seiner größten Breite ist er zwischen 5 bis 12 Zellschichten stark. Den ältesten Fibrovasalsträngen ist eine eher kleinere Anzahl von 10 bis 15 Hartbastzellen eingelagert, die zwar von deutlich kleinerem Durchmesser sind, dafür aber stark verdickt ausfallen, umgeben von dünnwandigem Bastgewebe. Nach innen hin geht der Hartbast schroff in den Weichbast über; bedeutend kleiner im Zelldurchmesser: rd. 0,014 Millimeter. An der Grenze des Kambiums sind die Bastzellen dann viel regelmäßiger radial angeordnet, womit sie den Übergang zum Kambium anzeigen. Die radial angeordneten Zellen sind in lebhafter Teilung durch tangentiale Wände umgriffen. Die letztgebildeten, jungen Holzgefäße weisen eine regelmäßig-reihige Anordnung von spiraligen u./od. ring-förmigen Verdickungen auf. Zwischen ihnen lagert sich unregelmäßig Holzparenchym und Holzfasern von polygonalem Querschnitt und geringem Durchmesser ab. Diese bilden zugleich die Grundmasse, in der die älteren Gefäße verlaufen. Diese sind weiter, spiralig, ring- oder auch netzförmig sehr stark verdickt. Geht man den Blattstiel aufwärts, so findet man etwa 50 Millimeter unter der Ausbreitung der Blattlamina eine Stelle, wo sich die beiden äußeren Winkel des (auf dem Querschnitt dreieckig anmutenden) Blattstiels hinziehen. Das chlorophyllhaltige Grundgewebe vermehrt sich; die Fibrovasalstränge teilen sich; die Äste gehen z.T. in das neugebildete Grundgewebe der Stielflügel über. Das Grundgewebe, das im Blattstiel noch aus gleichartigen Zellen bestand, differenziert sich hier immer mehr, je höher der Blattstiel wird und je breiter die Flügel werden (in gleicher Anordnung wie im Parenchym der Blattlamina). Das kollenchymatische Gewebe, welches die Ecken der Flügel bildet, wird immer mehr hinausgerückt, je breiter die Flügel werden. Schließlich nimmt es den gesamten Innenraum der Kanten ein, insofern es auf der Stielunterseite mehr als auf der Oberseite hinabgreift. Weiter aufwärts stellt das Kollenchym schließlich nur noch ein im Querschnitt gleichschenklig-dreieckiges Gewebe dar. Ungefähr 50 Millimeter vom Stielansatz entfernt, verschwindet es sogar ganz im Rande der Lamina. Dort werden dann nur noch Epidermiszellen ausgebildet, die hier höher als auf der Blattfläche und deutlich stärker auf ihrer Außenwand verdickt sind.

Art. 2

Blattlamina

Die äußere Gestalt eines ausgewachsenen Rübenblattes ist nahezu dreieckig; die Ecken sind meist abgerundet, am Grund sind sie gewöhnlich herzförmig, am Stiel herablaufend; ihr Rand ist wellig gebogen. Doch je nach Varietät verändert sich auch die Form der Blätter. Die Epidermis des Blattes bleibt auf der gesamten Fläche nahezu gleich, ohne dass wesentliche Unterschiede an der Blattspitze oder Basis zutage treten. Die oberseitige Epidermis besteht aus unregelmäßig-polygonalen Zellen mit mäßig wellig-gebogenen Wänden; der Durchmesser dieser Zellen misst 0,052 bis 0,064 Millimeter. Zur Blattspitze hin werden die Zellen kleiner. Häufig finden sich in der Epidermis auch rundlich-polygonale Zellen, auf welche die umgebenden Zellen dann radial gerichtet sind. Und genau diese Zellen sind es, welche in ihrer Jugend (etwa bis das junge Blatt 25 Millimeter Länge maß) Haare trugen – Gliederhaare also, welche immer auch den jungen Blattstiel bedecken und einst aus einer Reihe von meist tonnenförmigen Zellen (bis zu 22 oder und mehr) mit dicker Membran bestanden. Die Epidermis der Unterseite hat unregelmäßige, noch mehrere wellig-gebogene, polygonale Zellen, deren mittlerer Durchmesser 0,06 Millimeter beträgt. Spaltöffnungen kommen auch hier auf beiden Seiten vor. Sie sind im Bereich der Blattspitze am zahlreichsten vorhanden. Zur Blattbasis hin nimmt ihre Anzahl jedoch ab. Hier ein Zahlenbild zu diesen Spaltöffnungen:

Zwar ist die Anzahl der Spaltöffnungen in der Gegend der Blattspitze für gewöhnlich am größten und nimmt zur Basis hin ab, wiewohl LP’s Messungen belegen, dass dies offenbar nicht immer der Fall ist. Hier aber sind die Spaltöffnungen nicht, wie bei den Keimblättern, eingesenkt, sondern liegen auf einer und derselben Ebene mit den Epidermiszellen. Das Palisadenparenchym des Blattgrundgewebes wird aus 3 bis 5 Schichten gebildet, welches aus sackartig gestreckten, sowie senkrecht gegen die Epidermis gerichteten Zellen bestehen. Ihre Zelllänge misst rd. 0,044 Millimeter, ihre Breite 0,010 Millimeter. Das Schwammparenchym besteht aus rundlich-unregelmäßigen Zellen, die nach oben allmählich in die Palisadenzellen übergehen. Ihr mittlerer Durchmesser beträgt ≈0,031 Millimeter. Der Inhalt dieser Blatt-Parenchym-Zellen besteht neben Chlorophyll (insbesondere in der Nähe der Fibrovasalstränge) aus Traubenzucker. Im Schwammparenchym selbst, und dort wiederum mehr in der Mitte des Blattquerschnittes, finden sich Zellen, die voll von kleinen oktaedrischen Einzelkristallen aus oxalsaurem Kalk sind. Die Blattmittelrippe (gleich dem Blattstiel: bereits in ihrem ersten Verlauf vollständig gebaut), weist auf ihren Kanten sowie auf den Riefen unterhalb ihrer Epidermis kollenchymatisches Gewebe auf. Umgeben von grünem Grundgewebe, liegen in ihrer Mitte die Gefäßbündel, und zwar in selbiger Anordnung wie im Blattstiel. In gleichem Maße, wie sich die Fibrovasalstränge zu Nerven höherer Ordnung verzweigen, vermindert sich die Zahl der Elemente, die diese begleiten und bilden helfen. Allmählich verschwindet das den Strängen eigene Grundgewebe und Kollenchym. Die über ihnen liegende Epidermis verliert ihre Besonderheit; die Elemente des Fibrovasalstranges verlaufen im Blattparenchym selbst und verschwinden ebenfalls, bis als letzte Endung eine oder mehrere Spiralfaserzellen übrigbleiben (ähnlich wie bei der Nervatur der Keimlappen). Diese letzten Elemente werden – wie dort – kürzer und dicker, legen sich oft zu zweien oder zu dreien nebeneinander und schieben sich in die Interzellularräume der Parenchym-Zellen hinein. Die Scheide der Fibrovasalstränge ist schließlich ebenso wenig scharf, wie gleichsam im Blattstiel selbst. Häufig findet sich in Zellen, die den Bastteil des Stranges einschließen und kleiner als das umgebende Grundgewebe sind, Stärke, manchmal aber auch Traubenzucker.

Art. 3

Die Rübe

Gewöhnlich wird die Rübe als „Wurzel“ bezeichnet, was rein morphologisch gesehen natürlich falsch ist. Vor allem aber leuchtet es ein, dass der Teil, der „Rübenkopf”' heißt, gar keine Wurzel sein kann, weil er Blätter trägt und in seinem Innern ein Mark einschließt. Doch auch ein beträchtlicher Teil der Rübe, der unter den Blättern bzw. Kotyledonen liegt, darf nicht als Wurzel gedeutet werden, da dieser aus dem hypokotylen Glied hervorgeht. Äußerlich gibt sich an jungen Rüben dieser kotyledonare Teil (etwa das obere Drittel) als glatt und ohne Nebenwurzeln zu erkennen. Bei der ausgewachsenen Rübe erstreckt er sich etwa bis zu der Stelle, wo sie den größten Umfang hat. Wie bereits festgestellt, ist der anatomische Bau des hypokotylen Gliedes bei der Beta vulgaris (in seinem größten unteren Teil) vollständig dem der Wurzel analog. Ferner findet erst ab 2 Millimeter unterhalb des Vegetationskegels eine Umlagerung der einzelnen Elemente in Fibrovasalstränge für den sich einschiebenden Markkegel statt. Als Grenze zwischen hypokotylem Glied und Wurzel wird die Region der jungen Pflanze bezeichnet, die (im Niveau des Bodens liegend) durch eine kleine Anschwellung gekennzeichnet ist, unter welcher die nahezu plötzliche Verjüngung der Wurzel beginnt, und wo fernerhin aus dem „Rhizogen“ des Fibrovasalstranges die ersten Nebenwurzeln abgehen. Die künftige Rübe entsteht und besteht ganz und gar aus dem hypokotylen Glied, nebst der darunter befindlichen Hauptwurzel. Da aber beide, wie oben beschrieben, bis auf rd. zwei Millimeter unter dem Ansatz der Kotyledonen einen völlig gleichen Bau haben, so ist auch zwischen dem Bau des Teiles der Rübe, der aus dem hypokotylen Glied hervorgeht und demjenigen, welcher sich aus der Hauptwurzel bildet, kein Unterschied auszumachen; infolge können also beide gemeinschaftlich betrachten werden.

Phloem und Xylem sind in das dünnwandige protoplasmareiche Gewebe eingebettet, das nach außen von der Rhizogenschicht und der Scheide abgeschlossen wird (das sog. „Füll- oder Leitgewebe”). In diesem, an der inneren Seite des Phloems, bildet sich bei der folgenden Entwicklung das Kambium. Durch dessen Tätigkeit entstehen zuerst Gefäße des sekundären Holzes, welche sich an die jüngsten, also an die Mitte der primären Holzplatte anschließen. Diese sind etwa doppelt so weit wie die primären Gefäße; zudem sind sie gleichfalls netzfaserig verdickt. An diese lehnen sich nach außen bald wieder neue an, und zwar so, dass sie schließlich auf jeder Seite eine Reihe bilden, die dann immerzu parallel zu der primären Holzplatte steht. So entsteht mitten auf der primären Holzplatte je ein sekundärer Xylem-Bereich (was zunächst erstmal rechts und links wahrgenommen wird). Ursprünglich zwischen Phloem und Xylem ausgegangen, verbreitet sich das Kambium bald seitlich zu den Enden der Gefäßplatte hin, ohne sich i.d.R. zu einem vollständigen Ring zusammenzuschließen. Denn meist bleibt über den Enden des Protoxylems ein Streifen von parenchymatischem Gewebe stehen, der als „großer“ Markstrahl die beiden Kambium-Halbkreise und dann die sonach daraus entstehenden sekundären XylemKreise trennt. Zeitgleich zu dieser seitlichen Verbreitung des Kambiums ordnen sich seine Elemente deutlich radial an.

Innen bildet sich das Kambium in Holzgefäße und Holzfasern weiter um. Die letzteren, mit starken, glänzenden Membranen, bilden nunmehr häufig eine Grundmasse, in welcher die 2 primären Gefäßbündel und die sekundären Gefäße eingelagert sind. Rasch werden nun jene beiden, mit der primären Holzplatte parallel stehenden Parts des sekundären Holzes über die Länge der primären Platte hinaus vergrößert. Das so neu entstandene Holzgewebe wird radial sauber geordnet, und zwar analog zu den radialgestellten, kambialen Zellreihen, aus welchen es hervorging. So erzeugt die Tätigkeit des Kambiums einen breiten Ring sekundären Xylems, der die primäre Holzplatte beiderseits halbkreisförmig umgibt. Doch die Zellen der primären Rinde und Epidermis sind in diesem Stadium meist schon abgestorben. Die Zellen der Scheide zeigen z.T. schon neu aufgetretene radiale Wände. In noch höherem Maße aber haben sich die Rhizogen-Zellen radial geteilt und zusätzlich noch verkorkt. Jenes relativ kleinzellige Korkgewebe bildet je nach Bedarf von nun an die sich erweiternde Decke, unterdessen die o.g. primären Gewebe bald zerrissen und sukzessive abgestoßen werden. An den jungen Rüben bilden sie auf dem Kopf die bekannten längsgerissenen, toten Schuppen. In der Entwicklung der Rübe stellt die Keimpflanze also das erste Stadium dar, während das zweite dasjenige Stadium ist, welches soeben beschrieben wurde, wonach dessen Beendigung das dritte einläutet, welches im Wachstum der Rübe als fortlaufende Replikation gilt: die Massenausbildung der Zuckerrübe. In jenem breiten Ring aus parenchymatischem, sekundärem Phloem (zwischen Kambium und Protophloem), welcher gleichzeitig mit der Bildung des sekundären Xylems nach außen durchs Kambium entstand, treten in einer tangentialen Zone gruppenweise Zellen auf, die durch einen ziemlich üppigen protoplasmatischen Inhalt auffallen. In diesen treten lebhafte, tangentiale Teilungen ein, wodurch neues, sekundäres Kambium entsteht.

Dieser Vorgang vollzieht sich zuerst hinter den primären Bastbündeln (also ähnlich der Entstehung von primärem Kambium), setzt sich von dort aus jedoch sehr schnell nach rechts und links fort. Durch seine Tätigkeit entstehen in der soeben genannten Weise bald ringförmig angeordnete Bündel von Kambiumzellen, von welchen die Bildung neuer Fibrovasalstränge ausgeht (nachdem sie eine gewisse Stärke erreicht haben). Diese Fibrovasalstränge sind im fertigen Zustand gewöhnlich doppelt keilförmig, wie die vieler Dikotylen. Auch stimmen sie insofern mit den gewöhnlichen Dikotylen überein, als der innere und äußere Keil in wesentlich verschiedener Weise ausgebildet ist: der innere lässt über seine Deutung als Xylem keinen Zweifel zu, hingegen der äußere (sofern man ihn als Phloem auffasst) vom gewöhnlichen Phloem ganz wesentlich abweichend gebaut ist. Der Bau beider Teile ist im Einzelnen folgender: Der innere Keil zeigt augenfällig in seiner Mitte eine radiale Reihe von Gefäßen, die sich ursprünglich radial entwickelt haben und vornehmlich im Außenbereich von wenigen dickwandigen Holzfaserzellen begleitet sind.

Rechts und links von dieser Gefäßreihe liegen – nach außen hin – die sich verbreiternden Massen von Holzparenchym, dessen Zellen allerdings nicht verholzen und sich von den angrenzenden, später radial gestreckten Markstrahlzellen, nur dadurch unterscheiden, dass sie axial gestreckt sind. Der äußere Keil mit seiner nach außen gelegenen Spitze besteht aus dünnwandigen Elementen. Die dem Xylem anliegenden, auf der Breitseite des Keils liegenden, sind m.E. dünnwandige Bastfasern. Hinweis: sie sind im Längsschnitt mit ihren spitzen Enden zwischen- einander geschoben. Die Masse der weiter nach außen hin liegenden Fasern und die Spitze des Keils bildenden Zellen bleiben paremchymatisch und werden als „Bastparenchym“ bezeichnet. Zwischen den Phloem-bereichen bleiben Markstrahlen obiger Bildung vorhanden. Teilungsfähiges Kambium ist zwischen Xylem und Phloem letztlich nicht mehr übrig. Dieser ganze Vorgang der Bildung eines tertiären Gefäßbündelkreises beginnt zuerst im obersten Teil der Rübe. Dort treten auch die ersten Gefäße auf. Indem diese Bildung nun immer weiter zur Wurzelspitze hinab vorschreitet, nähern sich die tertiären Fibrovasalstränge immer mehr den zentraleren, um sich schließlich mit ihnen zu vereinigen. Bei der Bildung dieser einen tertiären Gefäßbandelzone bleibt es folglich nicht. Denn sobald in diesem die ersten Gefäße gebildet werden, hat sich das zur Rinde hin gelegene Epenparenchym wiederum maßgeblich verbreitert. In ihm ist wieder eine Zone von Zellen aufgetreten, welche einen dichteren, protoplasmatischen Inhalt aufweisen. Diese teilen sich zu Kambialzellen und leiten nun denselben Vorgang ein, wie er oben als Stadium 3 beschrieben ist. Er wiederholt sich nun wieder und wieder, und er ist es auch, welcher schließlich die Rübe in ihrer ganzen Dicke erzeugt.

Nachdem die Entwicklungsgeschichte der einzelnen Rübengewebe vorgestellt worden ist, sollte das Bild, das uns der Querschnitt einer ausgewachsenen Rübe (etwas unterhalb des Markes geführt) liefert, verständlich sein. Makroskopisch erblickt man einen 2-lappigen Zentralkörper aus Holz, um den mit durchscheinenden, breiten Bändern aus parenchymatischem Rübenfleisch abwechselnd strahlige Holzkreise anzutreffen sind. Der 2-lappige Holzkörper in der Mitte ist das sekundäre Xylem (Stadium 2), von den zwei sog. „großen“ Markstrahlen durchzogen und geschieden. Die Strahlenkreise sind die aus tertiärem Meristem gebildeten parenchymatischen und prosenchymatischen Produkte. Bei näherer Betrachtung zeigt sich nun in der Mitte der Rübe (wo zuvor die primäre Holzplatte lag) Parenchym-Gewebe. Dieses ist de facto nachträglich, d.h. durch Rückwärtswachsen (Zellvermehrung) der „großen“ Markstrahlen entstanden, durch welche das Protoxylem einseitig weg- bzw. an das sekundäre Xylem abgedrängt worden ist. Dieses sekundäre Xylem ist radial von breiten Markstrahlen durchzogen.

Nach außen hin liegt i.d.R. der erste, älteste und breiteste (bis zu 40 Zellen breite) Ring von Epenparenchym. Er entstand durch die Tätigkeit des primären Kambiums. Der folgende Strahlenkreis ist der ob. im 3. Stadium beschriebene Fibrovasalkreis. So einander abwechselnd, folgen dann weitere Zonen von parenchymatischem und prosenchymatischem Gewebe, deren Zahl (8 bis 10) stark variiert. Der äußerste Strahlenkreis weist noch keine Gefäße auf, da er vorab nur aus kambialen Bündeln besteht. Diese werden nach außen von dem jüngsten Epenparenchym begrenzt. Letzteres ist in etwa ein Dutzend Zellschichten breit und geht nach außen in ein Korkkambium über, welches bereits zu Beginn des Stadiums 3 entstand (zeitgleich mit Bildung des sekundären Kambiums). Dies Phellogen (Korkkambium) scheidet zentripetal Korkzellen ab, vermöge dessen die äußere Hülle der wachsenden Rübe auch der fortwährenden Hüllen-Umfangserweiterung folgen kann.

Zur Beschaffenheit der Zellelemente: Das Parenchymgewebe (gleich, ob dies oben auch als Holzparenchym oder Epenparenchym bezeichnet wurde), ist überall gleichgestaltet und besteht aus großen, rundlichen, polyedrischen Zellen, welche in der Nähe der Gefäßbündel englumig und in den Markstrahlen oft radial gestreckt erscheinen. In der Mitte der Parenchym-Zonen sind sie allerdings am größten. Ihr Durchmesser beträgt etwa 0,028 bis 0,178 Millimeter. Zwischen sich ermöglichen sie weite (in der Nähe der Gefäßbündel engere), meist 3- oder 4-eckige Interzellularräume, in welchen zumeist Luft geführt wird. Ihre Wandungen sind mit recht großen, rundlichen Poren versehen, die an einzelnen Stellen zu Gruppen vereint liegen. Sie sind die Hauptträger des Rohrzuckers in der Rübe, neben welchem sie zusätzlich geringe Protoplasmareste und einen großen Zellkern führen. Die äußerste Zellschicht, welche an die Korkhülle anstößt, führt häufig roten Farbstoff, hingegen er im Kopfe der Rübe (sofern er aus dem Boden ragt) Chlorophyll führt.

Die Holzgefäße haben dicke, glänzende Wandungen, die meist netzförmige, mithin ins Poröse übergehende Verdickungen zeigen. Ihre Querwände sind kreisförmig durchbrochen. Die sie zusammensetzenden Elemente haben eine mittlere Länge von 0,102 Millimetern, bei einem Durchmesser von 0,014 bis 0,089 Millimetern (im Mittel 0,046 Millimeter). Die verholzten Fasern (gleich wie die Gefäße: Luft führend) sind von zahlreichen ovalen Poren übersät. Ihre mittlere Länge liegt bei 0,290 Millimetern, ihr Durchmesser bei etwa 0,018. Die dünnwandigen Bastfaserzellen, welche in breiter Lage die Gefäße und dickwandigen Holzfasern zur Rinde hin begrenzen, sind zylindrische oder prismatische Zellen, axial gestreckt, und sie greifen mit spitzen Enden ineinander. Zwischen ihnen und den Zellen des Bastparenchyms, die auf dem Längsschnitt rechteckig und an ihren Enden nicht zugespitzt sind, finden sich Übergänge. Beiderlei Zellen haben gleiche Längen (ca. 0,097 Millimeter). Auch sie führen Zucker neben reichlicherem protoplasmatischen Inhalt. Das Korkgewebe (bei einer ausgewachsenen Rübe aus 2 bis 12 Zellschichten bestehend) hat tafelförmige, mehr oder minder rechteckige, auf Längs- und Querschnitt in Reihenform geordnete Elemente. Ihre mittlere Länge beträgt 0,058 Millimeter, ihre Breite etwa 0,034, ihre Dicke 0,011.

Art. 4

Der Rübenkopf

Der aus dem obersten Teil des hypokotylen Gliedes entstandene Rübenkopf ist ein exquisiter Stamm, der Blätter hervorbringt und in seinem Innern Mark einschließt. Schon bei der Keimpflanze war zu beobachten, dass sich die 2 Fibrovasalstränge 2 Millimeter unter ihrer Ausbiegung in die Kotyledonen voneinander neigen und einem sehr spitzen Markkegel zwischen sich Raum geben. Hier ist das Mark an beiden Seiten vom Protoxylem umgeben, und, infolgedessen, alternierend von parenchymatischem „Füllgewebe“ (Phloem).

Die Elemente des Protoxylems ordnen sich tangential an und teilen sich in jeweils drei Stränge. Nun werden am Vegetationskegel die ersten Blätter angelegt (und zwar zwei – bald hintereinander), alternierend mit den Kotyledonen. Im Plerom unterhalb derselben entstehen dann ihre Fibrovasalstränge. Diese wachsen nach oben in das junge Blatt hinein, sowie nach unten (sich verlängernd), wo sie sich mit den Primärbündeln der Kotyledonen kreuzen. Dann legen sie sich zu beiden Seiten an die jüngsten, innersten Gefäße der primären Holzplatte an, wo sie nun das sekundäre Xylem darstellen. Doch noch ehe sie diese erreichen, begrenzen sie das Mark an jenen Seiten, wo zuvor noch das Füllgewebe lag. Hier differenzieren sie sich schließlich in weiterem Wachstum, und zwar zu gleichfalls mehreren Gefäßbündeln. Mit der Anlage weiterer Blätter am Vegetationskegel entstehen auch die Anlagen ihrer Spurstränge; diese (nunmehr abwärts steigend) kreuzen die der Kotyledonen und der ersten beiden Blätter, da sie ja auch innerhalb derselben entstehen, um infolge nach außen zu driften. Sie bilden auf dem Rübenquerschnitt den ersten konzentrischen Kreis, bestehend aus Prosenchymgewebe.

Dieser „Kreis“ setzt sich nach unten in der Rübe fort und legt sich schließlich an den Zentralholzzylinder an. So entsteht mit jedem neuen Blattkreis im Plerom des Vegetationskegels ein neuer Kreis von Gefäßbündeln, der sich noch vor dem 2. Stadium der Rübenentwicklung im mittleren und unteren Teil der Rübe weiterbildet. Das Mark des Kopfes besteht zuerst aus kleinen, rundlich-polygonalen Zellen, die sich durch senkrechte, nach allen Richtungen aufgestellten Wände teilen und so das Dickwachstum bewirken. Nach oben wird das Mark durch die Tätigkeit des Pleroms im Vegetationskegel vergrößert, in dessen Zellen es allmählich übergeht. Nach unten hin tritt es bei ausgewachsenen Rüben in das parenchymatische Gewebe über, welches sich meistens in der Mitte des zentralen Holzzylinders durch Zusammenstoßen der beiden großen Markstrahlen und durch Seitwärts-schieben und Zerreißen des primären Xylems nachträglich gebildet hat. Seine Zellen sind rundlich polygonal und verhältnismäßig übergroß (0,06 bis 0,18 mm). Sowohl die parenchymatischen Markstrahlen des Rübenkopfes, als auch das Mark selbst sind reich an Zellen, welche mit winzigen Einzelkristallen aus oxalsaurem Kalk vollgefüllt sind. Ihr Zellsaft ist jedoch arm an Zucker; in der Nähe des Pleroms des Vegetationskegels findet dafür umso mehr Protoplasma.

Art. 5

Stoffverteilung

Schon bei Betrachtung der anatomischen Verhältnisse zwischen den einzelnen Teilen der ausgewachsenen Rübenpflanze fand der Inhalt der verschiedenen Zellgruppen viel Erwähnung. Nun sei diese Stoffverteilung im Zusammenhang beleuchtet: Das Material, aus dem in der Rübe der Rohrzucker entsteht, wird in den Blättern gebildet. Dieses Material ist die im Chlorophyll erzeugte Stärke. Man weist dieselbe bekanntlich durch Zusatz von Jod und via Behandlung mit Kali und Essigsäure nach (zuvor wird die Pflanze vermittels Alkoholes entfärbt). Die so behandelten Blätter und Blattschnitte zeigen das Vorhandensein von Stärke im Blatt, ebenso deren Mengenverteilung (makroskopisch ganz gut erkennbar). Dasselbe erscheint blauschwarz gefärbt; diese Färbung ist im oberen Teil des Blattes eine dunklere als im unteren. Bei mikroskopischer Betrachtung allerdings zeigt sich dann in jedem einzelnen Chlorophyll-Körperchen eine Gruppe von Stärkekörnchen, welche rundlich oder oval (bis zu sechs und mehr an der Zahl) zusammen liegen. Die Stärke in den Chlorophyllkörpern unterliegt in den Chlorophyllzellen nun selbst einer Umwandlung in Traubenzucker, welcher dann im Zellsaft in Lösung geht. Legt man nämlich Schnitte oder ganze Blattteile in eine Kupfervitriol-Lösung, wäscht sie sorgfältig mit Wasser ab und behandelt sie dann mit heißer Kalilauge, so erhält man den bekannten, orangeroten, feinkörnigen Niederschlag von Kupferoxydul, welches durch den anwesenden Traubenzucker reduziert wurde.

Die Reaktion auf Zucker mittels Glycerins kann ebenfalls zum Nachweis von Zucker in den Chlorophyllzellen führen, unterdes allerdings durch Wasserentziehung runde, glänzende Tropfen dieser Stoffe in den Zellen hervortreten. In dieser Form des Traubenzuckers beginnt nun die Stärke ihre Wanderung in die Rübe hinab, um dort (nach Umwandlung in Rohrzucker) als Reservestoff eingelagert zu werden. Die Wege, auf denen diese Wanderung stattfindet, sind vorwiegend die Blattrippen. In den Zellbereichen nämlich, welche diesen am nächsten liegen, ist die Reaktion auf Zucker besonders intensiv; ferner nimmt die Menge des im Zellsaft gelösten Zuckers zu, je näher die Zellen den Blattrippen liegen. Unentbehrlich für diesen Zuckertransport ist v.a. das Grundgewebe der Blattrippen. Auch und insbesondere dort, wo Blattrippen höher entwickelt sind, sowie im Blattstiel selbst, wo das Kollenchymgewebe auftritt, ist ein derartiger Zuckertransport verifizierbar. Gewiss mag das in den Blättern erzeugte Material auch noch in anderer Form wandern. Zwar ist hier eine exquisite Stärkeseite der Fibrovasalstränge in den Blattrippen und dem Blattstiel nicht vorhanden, dennoch findet sich an anderer Stelle ein Zellgewebe, das meist einschichtig, bisweilen jedoch auch bis zu 5 Zellen dick sein kann, und zwar dort, wo es den unteren Teil der Gefäßbündel, d.h. deren Bastteil umschließt.

In diesen Zellen, die meist kleiner sind, als die sie umgebenden Zellen des Grundgewebes (i.Ü. diesen aber sehr ähnlich), ist das Vorhandensein von Stärkekörnern nachweisbar. Ein allmählicher Übergang und eine Umwandlung des Traubenzuckers in Rohrzucker im unteren Teil des Blattstiels oder im Kopf der Rübe ist mikrochemisch nicht nachweisbar, d.h., in den Blattstielen ist Rohrzucker bisher nicht klar belegbar. Die Insertionsfläche der Blattstiele ist fast immer auch die Grenze zwischen Trauben- und Rohrzucker. Nur ganz selten gelingt es, Spuren von Traubenzucker auch mal im oberen Teil des Rübenkopfes, d.h. nahe den Blattinsertionen in den Zellen des Grundgewebes anzutreffen. Der Rohrzucker ist überdies aus den fertigen Korkzellen des Oberhautgewebes, ferner aus den luftführenden Gefäßen und Holzzellen, die zwischen ihnen liegen, ausgeschlossen. In allen übrigen Elementen, d.h. im Mark, den Markstrahlen, den parenchymatischen, dünnwandig-prosenchymatischen Zellen der „Fibrovasalkörper“, selbst in den Korkmutterzellen sowie dem Kambium ist Rohrzucker vorhanden. Derselbe lässt sich i.Allg. mit der bekannten mikrochemischen Methode durch Behandlung mit Kupfervitriol und Kali nachweisen; in den einzelnen Zellen jedoch leicht auch mittels Glycerin-Reaktion. Auf diese Weise erhält man ihn in großen oder kleinen glänzenden Tropfen, welche aber auch recht schnell wieder verschwinden. Auf solcherart Reaktionen gestützt, darf angenommen werden, dass der Hauptträger des Zuckers das Parenchym ist. Feste Bestandteile im Parenchym sind das etwas körnige Protoplasma, welche wandständig – oder den Zellkern umlagernd – einzelne Stärkekörnchen und Kristalle beherbergen.

Ihre Zellwände zeigen die übliche Zellulose-Reaktion. Sie sind durch eine Interzellularsubstanz verbunden, die in heißem Wasser aufquillt und sich in Säuren und Kali löst. Diese Interzellularsubstanz besteht aus Pektose, welche sich in Pektin und Pektinsäure umwandelt. Bei diesem Prozess wird die Interzellularsubstanz verflüssigt, diese senkt sich in tieferliegende Interzellularräume hinab und wird in den Räumen, welche sie sonach verlässt, durch Luft ersetzt. Doch diese vorgenannten glänzenden, stark lichtbrechenden Tröpfchen, welche in der Zellsubstanz auftreten, lassen sich auch nach längerer Behandlung mit Alkoholmaterial und Äther nicht auflösen. LP setzt hierzu ein neues Verfahren ein, mit dessen Hilfe sonach das Protopektin aus vorgenannter Interzellulosesubstanz extrahiert und zu gelierfähigem Pektin mikrobiell-enzymatisch aufbereitet werden kann. Das Rindengewebe, das als Korkkambium auf der Außenseite das verkorkte Periderm erzeugt, ist ebenfalls zuckerhaltig. Bis in die Korkmutterzellen hinein finden sich jene glänzenden Zuckerkügelchen in den Zellen (bei Behandlung mit Glycerin). Dass das Mark hingegen in sehr viel geringerem Maße als die übrigen Teile zuckerhaltig ist, darf zumindest approximativ versichert sein.

In älteren Rüben lösen sich die Zellen des Markes oft gänzlich voneinander, und es entsteht später durch Zugrundegehen derselben eine Höhlung. Der unter den nichtzuckerartigen Stoffen makrochemisch nachgewiesene Gerbstoff ist auch mikrochemisch zu konstatieren. Sowohl bei der Behandlung mit doppelchromsauren Kali, als auch bei der mit Eisenchlorid Lösung findet sich dieser Gerbstoff in der Epidermis der Blätter und des Blattstiels wieder; ferner ist er in den Zellwänden des kollenchymatischen Gewebes (in den Blattrippen und im Blattstiel), sowie in den Zellwänden des Bastes und des Holzes der Fibrovasalstränge jener Organe nachweisbar. In der Rübe selbst kommt er gar gelöst im Zellsaft der Parenchymzellen vor. In dieser Kombinanzwirkung setzt LP gleichsam neue Pektin Extrahierungsverfahren ein, die zu dessen Gelierbarmachung führen können. Vorgenannte, konventionelle Reaktionsmethoden vermögen bspw. den Gerbstoff nicht im Zellsaft nachzuweisen, wiewohl LP diesen in den Zellwänden (besonders in denen des Holzgewebes) zu lokalisieren vermag. In größeren Mengen ist er auch im Korkgewebe vorhanden, wo er sich nach Behandlung mit doppelchromsaurem Kali als brauner Inhalt zeigt, der die Zellen ganz oder z.T. aushöhlt. Detaillierungen bleiben auch hier ausgespart.

Als weiteres USP gilt hiernach der dermatologisch vorgetestete Einsatz von Pectoskin gegen Acne vulgaris, Psoriasis ... ... ...

50 ml Pectoskin

20 ml distilled water

20 ml protopectin powder

9.5 ml organic glycerin (99.7%)

0.5 ml complementary active ingredients*

0,5 % complementary active ingredients:

Polyphenols (extracted from female hop cones)
Silk protein fibroin (Gly-Ser-Gly-Ala-Gly-Ala)n
Natural terpenes (extracted from pine resin)
Asteroideae seed oil essence

n-Octadecanoic acid (C18H36O2)
Calcium dihydroxide (Ca(OH)2)
Sodium hydrogen carbonateNaHCO3)
Magnesium dihydrogen phosphate (Mg (H2PO4)2)
and more (protected by know-how)!

Back