Pectoskin

Machbarkeit und Wissenschaftsplausibilität des Projekts werden fakultativ vorausgesetzt, i.d.R. verzichtet LP in öffentlichen Exkursen konsequent auf gesamtkontextuale Zusammenhänge – aus Gründen des Knowhow-Schutzes! Ferner soll, darf und kann auch dieser Exkurs nicht zu Forschungszwecken herangezogen werden.

Inhaltsverzeichnis: Executive Summary

I Marktevaluierungen

Präambel

Art. 1 Wettbewerbsmarkt

Art. 2 Exemplaristik

Art. 3 Chancen und Risiken

Art. 4 Rohstofffaktor und Equipment

II Pektinisierungsverifikation

Präambel

Art. 1 Aktivität der endo-Polygalacturonasen

Art. 2 Kleine Pektin-Anatomie

Art. 3 Pektin-Herstellungsverfahren

Art. 4 Chemischer Strukturbau des Pektins

Art. 5 Rhamnosen-Unterbindung

Art. 6 Gel-Bildung lt. Veresterungsgrad

Art. 7 Pektinolytische Enzyme

Art. 8 Enzymnomenklatur

Art. 9 Coenzyme

Art. 10 Pektinesterasen

Art. 11 Extrahierung pektinolytischer Enzyme

III Rheologische Vermessung der Rübenextrakte

IV Mikroskopische Anatomie der Zuckerrübenpflanze

IP-Rechtsverweis: Zur Wahrung des «Intellectual Property» (IP) wird auf die Gesamtvorstellung der Forschungsdetaillierungen zur verfahrenstechnischen Gewinnung und Gelierung von Pektinen aus Zuckerrübenmark verzichtet. Einzig seien Fragmente derselben strukturell vorgestellt, anhand derer sich sonach die forschungswissenschaftlichen Verfahrensschritte plausibilisierend nachvollziehen lassen. Demungeachtet unterliegt diese Skizze dem Urheberrechtsschutz. IP-Rechtsverstöße werden gem. § 106 UrhG. § 78 Abs. 3 Nr. 4 StGB sanktioniert. © LP

Executive Summary

LP verhilft Süßwarenherstellern zu einer neuen Rohstoffquelle: Zuckerrübenpektin, welches aus dem Mark der Rübe gewonnen wird. Als „Mark“ werden sämtliche wasserunlöslichen Inhaltsstoffe der Rübe bezeichnet, welche nach der Extrahierung des zuckerhaltigen Zellsaftes als Cellulose, Hemicellulose, (Proto)Pektin u.a. anfallen. Letzteres entschlüsselt LP zu gelierfähigem Pektin – erstmalig überhaupt! Einführend der folgende Hinweis: Gelatineherstellung setzt v.a. tryptophanfreie Proteine in Form hydrolisierten Kollagens aus meist tierischen Abfällen voraus. Dass aber die hierzu eingesetzten Peptid-Ketten in linksgedrehter Helix-Molekularstruktur analog rechtsgedrehten Polysaccharid-Pektin-Ketten aufgebaut sind, veranlasste nun Wettbewerber, Gelatine nun auch durch Pektine zu ersetzen (ausgenommen die der Zuckerrübe – mangels technischen Knowhows). LP ändert dies: via neuer mikrobiell-enzymatischer Verfahrenstechniken fermentiert LP mithilfe eigens hierzu kultivierter Bakterien (nebst spezifizierter Hefen) die bis dato noch nirgends als gelierfähig geltenden Protopektine dergestalt, insofern diese sonach die erforderliche Elastizität und Festigkeit von beispielsweise Gummibärchen u. dgl. erreichen. Um dies mit gebotenem Anspruch zuwege zu bringen, sind Kenntnisse sowohl in Biologie und Mikrobiologie als auch in Molekularmedizin und Biochemie vonnöten, ebenso wie Analysis und Thermophysik. Da aber Universitäten & Institute i.d.R. kaum interdisziplinär forschen, kann solch umfassender Themenkomplex nur durch eine Forscheradresse erfolgen, welche diese Anforderungen abdeckt. Die Realisierbarkeit konnte inzwischen sowohl wissenschaftlich als auch markttechnisch erwiesen werden. Alle nötigen Prüfmaßnahmen wurden von LP vorinvestiert und realisiert:

LP entwickelte neue mikrobiell-enzymatische Verfahren zu gelierfähigem Zuckerrübenpektin.
LP kultivierte hierzu veresterungsunterstützende Mikroben und Bakterien.
LP züchtete parallel zu Schritt 2 spezifizierte Hefen wie z.B. Saccharomyces.
LP fermentierte diese mikrobiell-enzymatisch aufbereiteten Protopektine gelierfähig zu Pektinen.
LP zog dem "Pektinisierungsprozess" stärkeausbildende Enzyme (Kartoffeln, Mais, etc.) hinzu...

I Marktevaluierungen

Präambel

In den letzten 200 Jahren wurden derart viele Haltbarkeitsmethoden entwickelt, sodass die Rücksichtnahme auf unsere Gesundheit unterdes viel zu lange untergewichtet blieb. Diese Wahrheit hat uns eingeholt, sodass dieses Menschheitsproblem hinsichtlich demographischer Globalanforderungen weder zurückgebaut werden kann, noch ignoriert werden darf: seit der neolithischen Revolution vor >7.000 Jahren hat der Mensch rd. 7.000 Pflanzen und nahezu gleich viele Tierarten domestiziert. Seit über 100 Jahren aber finden immer weniger verschiedene Rohstoffe unseren Nutzen (aktuell decken nur noch 12 Nutzpflanzenarten – eine darunter ist die Zuckerrübe – und 14 Nutztierarten über 98 % unseres weltweiten Nahrungsmittelbedarfs). Da dieser Trend zunehmen wird, sei den restverbliebenen Ernährungspflanzen mehr Beachtung zugekommen, was LP ja tut.

Art. 1

Wettbewerbsmarkt

Weltweit ist es vor LP noch niemandem gelungen, Zuckerrübenpektin haptisch-gelierfähig zu machen. Als gängigste nichttierische Alternative zu solcherart Gelatine gelten bislang Algen. Äpfel, Zitrusfrüchte, Mais u.ä. finden gleichwohl eine ernstzunehmende Rohstoffnische hierin. Algen aber sind im Grunde nichts anderes als fäkale (kolibakterielle) Bindungsprodukte meist tierischer / menschlicher Ausscheidungen. Fernerhin sind Algen i.Allg. derart von Toxika zersetzt, dass deren gesundheitsverlässliche Verarbeitung zu alternativer Gelatine in Abrede zu stellen sei. Kein industrieller Verarbeiter ist hinreichend imstande, dieses „Fäkalprodukt“ so präzise von toxischen Substanzen zu säubern, um es guten Gewissens als Rohstoffalternative heranziehen zu dürfen. Dass überdies die entschlüsselte Zuckerrübenpektinisierung noch niemandem zugänglich ist, verschafft dieser Weltinnovation selbstredenden Marktvorsprung. Hinzu kommt, dass die am 30.. Sept. 2017 ausgelaufene EU-Zuckerverordnung die Zuckerrüben-Marktpreise auf existenzvernichtende Talfahrt schickten, wodurch Millionen Tonnen jährlich geernteter Rüben wertlos und überflüssig geworden sind – Tendenz steigend. Die bis dato allzu stumpfsinnige Unterwertschöpfung der Zuckerrübe bekäme so eine ungeheure Aufwertung. Desweiteren bergen die von LP erstmalig entschlüsselten, spezifikatorischen Eigenschaften dieses Pektins ein dem Kosmetikweltmarkt unerschlossenes Potenzial an pH-Wert-ausgleichender, immunmodulierender, entgiftender, antientzündlicher, antioxidativer, regenerativer Wirkungsfähigkeit – indes die dermatologische Applikation der von LP aufbereiteten Rübenpektin-Produkte auf Einsatz von Synthetika sämtlich verzichtet.

Art. 2

Exemplaristik

Dank mikrobiell-enzymatischer Gelierungsmethodik ergibt sich folgende spezifikatorische Zusatzeigenschaft für Zuckerrübenpektine: vermöge bakteriologischer Applikationsschritte (vermittels auf pH < 3,7 eingestellter Milchsäureproteine) entsteht eine Vielzahl freier Valenzen an den C41H60O36-Ketten, welche so zu überhöhter Aufnahme ernährungsphysiologisch bedeutsamer Vitamine befähigt werden. Dies v.a. mit Hinblick auf den ebenso wichtigen Gesundheitsaspekt! Die zur mikrobiell-enzymatischen Gelierbarmachung erforderliche Milchsäure stammt jedoch nicht aus tierischer Milch, sondern beispielsweise aus Glukosesirup von GMO freiem Mais. So erfüllt LP auch das Vegan-Kriterium und schließt zugleich auch die EU-pflichtigen Allergen kennzeichnungen aus. Auch setzt LP so die Integration von Vitaminen optimal voraus: an den C41H60O36 Ketten entsteht mit Hilfe von Milchsäure (C3H6O3) eine Vielzahl freier Valenzen (Ø1:12!) mit dem Ergebnis überdurchschnittlich hoher Vitaminkopplung. Diese nichttierische bzw. analog den vorgenannten C41H60O36 Ketten rechtsdrehende Milchsäure erzielt infolgedessen auch weithöhere Kongruenz…

Art. 3

Risiken und Chancen

Die entspr. Marktchancen für die zu erschließende, neue Rohstoffquelle namens Zuckerrüben-(proto)pektin stehen aus vorgenannten Gründen außer Frage. Insofern ist dieser Marktvorsprung einzig Risiken unterworfen, sollte diese „Geheimformulatur“ fehlkanalisiert werden. Umso sorgfältiger sei der Zusammenarbeit mit evtl. mitforschenden Unternehmen Rechnung getragen: LP wird nur insoweit Forschungs-/Wissensaustausch mit eventuell mitforschenden Partnern zulassen, sofern diese niemals die Gesamtentschlüsselung des Verfahrens in Händen hielten. In praxi bildet LP folgende Geheimhaltungsschranke: sämtliche Mikroben resp. Bakterien, Enzyme, Hefen u.dgl., welche LP in den mikrobiell-enzymatischen Forschungs- und Entwicklungsprozess mit einsetzt, sind das eigentliche Geheimnis der Mischung. Über deren Schutzrechteinhaltung wacht LP als „Schlüssel-/Verschlüsselungslieferant“ derselben persönlich und ausschließlich. Fernerhin sei bedacht, dass die mit steigender Frequenz ausbrechende „Schweinegrippe“ in unterschiedlichen Virusvariationen (A/H1N1, A/H1N2, A/H3N2, etc.) sowie der auch bei Rindern sich zusehends ausbreitende „Maul-und-Klauenseuche-Virus“ (FMDV in gleichsam verschiedenartiger Variation), nebst der als „Aviäre Influenza“ allg. bekannten Geflügelpest (A/H5N1, A/H7N9, A/H5N8, etc.) – alles Tiere, aus denen Gelatine für Süßwarenhersteller gewonnen wird – die Erschließung einer neuen Rohstoffquelle unverzichtbar machen. Dass auf vorgenanntes „Fäkalbindungsprodukt“ Agar-Agar als Rohstoffalternative selbstredend verzichtet sei, entspricht ernährungsphysiologischer Qualitätsverantwortlichkeit. Neben den vergleichsweise geringfügigen Pektinen aus Schalen von Äpfeln, Zitrusfrüchten u.a. bildet Zuckerrübenpektin die einzige Großalternative!

Art. 4

Rohstofffaktor und Equipments

Fragmentären Hochrechnungen zufolge ergibt sich bei der hiesigen Rübenpektingewinnung und -verarbeitung ein Rohstoffkosten-Einsparpotenzial von >70 % unterhalb konventioneller Verfahren. In praxi erfolgt die hierzu erforderliche Zuckerrüben/-schnitzel-verarbeitung in nachstehender Reihenfolge (simplifizierend resümiert):

Radlader befüllt Lkw mit Zuckerrüben/-schnitzeln.
Lkw entlädt Zuckerrüben/-schnitzel in Trichter über Förderband.
Förderband leitet diese über Rüttelsieb, auf welches via Druckdüsen Wasser prasselt.
So vorgereinigte Rüben/-schnitzel gelangen von Rüttelsieb in grobe Häckselmühle.
Grobgehäckseltes wird per Zugabe von Saponin-versetzter NaCl-Lösung mittels weiterer Messermühle zerkleinert.
Resultat wird nun homogenisiert und nochmals durch Hochfrequenzmühle zerkleinert.
Suspension wird jetzt 2 Stunden lang in Großkesseln mechanisch gerührt.
Kesselinhalt wird per Saugablass durch nylonartige Filterbeutel gepresst.
Verbleibender Filterkuchen wird nochmals aus Filterbeutel „gewrungen“.
Filtrat wird nun bei 4°C zentrifugiert.
Klarer Überstand wird mittels Ultrafiltration aufkonzentriert.
Enzymlösung werden Salze, reduzierende Zucker und Stoffe, welche Membran noch passieren könnten, samt H2O entzogen.
Sobald Enzymlösung aufkonzentriert, wird Membran mit einer dem Retentat zugegebenen NaCl-Lösung (4°C) gespült.
Verbleibender Enzymextrakt wird mithilfe eines Dialysebads von den löslichen Stoffen mit niedriger Molekülmasse befreit.
Dialyselösung = entionisiertes Wasser, NaCl und -sehr geringfügig- Natriumazid (letzteres = gegen mikrobielles Wachstum).
Enzymextrakt wird nun durch eine semipermeable Membran geleitet (ein aus Cellulose bestehender „Dialyseschlauch“).
Dialyseschlauch wird vor Befüllen mit Enzymextrakt zwecks Entkeimung ausgekocht.
Gefüllter Dialyseschlauch verbleit (bei konstanten 4°C) anschließend zweimal für je mindestens 4 Stunden in Dialyselösung.
Zur Entfernung restverbleibender, kleiner Niederschläge wird Extrakt nochmals zentrifugiert.
Enzymextrakt wird nun zu Pulver getrocknet.
Pulver wird zunächst sauber zwischengelagert.
Aus diesem Pulver werden sodann die Pektine ausgefällt und mikrobiell-enzymatisch gelierfähig aufbereitet...
Gelierfähige Pektine aus dem Mark der Zuckerrübe können nun von Süßwarenhersteller/n eingesetzt werden.

Schritte 1–22 erfolgen in eigener Pektinfabrik. Schritt 23 betrifft Süßwarenhersteller. LP’s Part war folgender:

LP entwickelte mikrobiell-enzymatische Herstellungsverfahren zu industrieller Gelierbarmachung von Zuckerrübenpektinen.
LP kultivierte (mithilfe von chemotaxonomischen respektive phylogenetischen Identifikationsschritten) eine Vielzahl von veresterungsunterstützenden Bakterien, welche zugleich oxidierende Wirkung erlangen, um so mittels freier Valenzen entspr. Bindungshilfen zu leisten.
LP züchtete – parallel zu TZ 2) – mittels mikrobiochemischer Konvergenz-Ausschlussverfahrensschritte spezifizierte Hefen, beispielsweise Saccharomyces.
LP fermentierte die in TZ 2+3) mikrobiell-enzymatisch aufbereiteten Rübenprotopektine (mithilfe vorgenannter Bakterien, Hefen etc.) zu gelierfähigen Pektinen. Hierbei ging es allerdings schon nicht mehr um den grundsätzlichen Beweis der Machbarkeit, sondern um Verfahrensdetaillierung von a) Effizienz der Rohstoffausbeute, b) Determinierung des benötigten Equipments für die industrielle Herstellung und c) der Gesamtkostenoptimierung an sich. Mit Schritt in TZ 4) war bereits das Sollergebnis der Schritte in TZ 2+3) als Basis für Folgeschritt in TZ 5) erreicht.
LP zog dem Pektinisierungsprozess stärkeausbildende Enzyme (aus Kartoffeln, Mais …) hinzu, um mit deren Ergänzungshilfe die erforderliche Elastizität und Stabilität zu erzielen.

II. Pektinisierungsverifikation

Präambel

Menschen ziehen von Haus aus energiedichtere Lebensmittel naturreineren vor. Evolutionshistorisch liegt dies vor allem am großen Trauma namens Nahrungsmangel und Nahrungsknappheit, das sich durch die gesamte Menschheitsgeschichte hinzieht. Hinzu kommt, dass des Menschen übergroßes Gehirn enorm viel Energie verschlingt. Die zur Nahrungssuche aufgewandte Energie musste infolge immer schon entsprechend höhere Erträge einbringen. Fazit: ernährungsphysiologisch verzehrt der Mensch lieber energiedichtere = tierische versus verdauungsfreundlichere = pflanzliche Eiweiße. Dies gilt auch für tierische Gelatine diverser Süßwarenhersteller. In Zeiten von Klimawandel und globaler Umweltbelastung liegt es heute nahe, vegetarische Kost zu fördern, unterdes unser Fleischkonsum auf gesünderes Maß reduziert wird. Dies auch vor Hintergrund von tierischer Rohstoffverknappung resp. Rohstoffpreissteigerung. Warum und wie LP die Zuckerrübe als neue Alternativrohstoffquelle für Süßwarenhersteller heranzieht, wird in nachfolgendem Exkurs aufgehellt.

Art. 1

Aktivität der endo-Polygalacturonasen

Von Relevanz ist hier der Inhaltsstoff der Zuckerrübe namens „Pektin“. Dieses wird zum Beispiel aus Pressschnipseln der Rübenzucker-herstellung gewonnen. Nachdem man diese geflissentlich nun auch zu Dicksaft i.S. Biogas zu verarbeiten sucht, unterdes dieser Dicksaft reichlich Pektine enthält, liegt ein wirtschaftliches Interesse an gelierbarer Verwertbarkeit derselben nahe. Essentiell ist zuvörderst die Quantifizierung von pektinolytischen Enzymen in Zuckerrüben, um sonach festzustellen, wie aktiv sie darin sind. Da die Aktivität der endo Polygalacturonasen ausgerechnet die langkettigen Pektine in kurzkettige Pektinfragmente zerlegen, macht genau diese Eigenschaft die Zuckerrübenpektine bislang ungeeignet, insofern sie sonach derartig veränderte Geliereigenschaften aufweisen, sodass deren Viskosität (auch in wässrigen Lösungen) keine Gelierfähigkeit dergestalt zulässt. Infolge ist vor allem die Überwindung dieser endo-Polygalacturonase-Aktivität (zum Beispiel bei Lagerung von Dicksaft) ein signifikanter Casus Cnactus. Der vergleichsweise eher niedrige Veresterungsgrad des Zuckerrübenpektins beruht also mit auf der Pektinesterase-Aktivität. Im Umkehrschluss bedeutet dies: so wie es möglich ist, bei entsprechend hoher Aktivität der pflanzeneigenen Pektinesterase den Entesterungsschritt via zugesetzter mikrobieller Pektinesterasen sukzessive einzusparen, so dürfte es (argumentum ad logicam) auch möglich sein, via hinzuzusetzender mikrobieller Pektinesterasen-Entzugsenzyme (mithilfe eigens hierzu kultivierter Bakterien und spezieller Hefen) den Veresterungsgrad dergestalt zu heben, insofern dies die Aktivität der endo-Polygalacturonase senkt. Wichtig ist hierbei vor allem auch der pH-Wert, da es bspw. bei Lagerung des Dicksaftes zu Milchsäuregärung kommt, welche den pH-Wert bis auf 3½ sinken lässt. Unsere Forschung stellt daher besonders die Enzyme der Zuckerrübe heraus, da diese essentiell für den Abbau der Zuckerrübenpektine verantwortlich sind. D.h., es war herauszufinden, wie aktiv diese Enzyme sind, unter welchen Bedingungen sie Pektin optimal abbauen, um so wiederum herauszustellen, wie diesem Prozess enzymatisch-mikrobiell entgegenzusteuern ist.

Art. 2

Kleine Pektin-Anatomie

Pektin ist neben Gelatine das hochmolekulare Naturprodukt schlechthin, welches Gel-bildende Eigenschaften besitzt und somit vornehmlich als Hydrokolloid verwendet wird. Pektine an sich sind hochgradig verzweigte Polysaccharide, welche in sämtlichen höheren Landpflanzen als sogenanntes „Struktur-element“ vorkommen. In der Mittellamelle, einer Schicht zwischen den Zellen und Zellverbänden sind Pektine dort lokalisiert, wo sie die Zellen als eine Art „Kittsubstanz“ zusammenhalten. In der vorgen. Mittellamelle bilden sie zusammen mit Hemicellulose und Glycoprotein, eine amorphe Matrix. Und in dieser sind dann die Zellulosemikrofibrillen eingebettet. Entscheidend hierbei ist, dass zwischen den einzelnen Pektinmolekülen sog. Ca++-Brücken ausgebildet werden, ohne welche sonst keine Verknüpfung der Pektinmoleküle untereinander möglich wäre (vgl. Abb.).

Art. 3

Pektin-Herstellungsverfahren

Bis dato gibt es zwei größere Verfahrensgruppen zur Pektinherstellung. Die größere erfolgt konventionell: bei dieser bewirkt die saure Hydrolyse mittels Schwefelsäurelösung, dass das sonst unlösliche Protopektin aus den Zellwänden der Ausgangsmaterialien herausgelöst wird. Die sonach extrahierte Pektinlösung wird dann gefiltert und zunächst eingedampft. Anschließend wird sie per Zugabe von Alkohol (bspw. Isopropanol) ausgefällt. Es entsteht das Rohpektin, welches nun getrocknet, gemahlen und homogenisiert wird. Weiterhin werden die extrahierten Pektine vermittels Aluminiumsalze ausgefällt, oder aber der getrocknete pflanzliche Rückstand wird mit gasförmigem Ammoniak nachbehandelt, um sonach die so entstandenen „amidierten“ Pektine mithilfe von Wasser (oder auch einer stark verdünnten Lauge) extrahieren zu können. Diese werden letztlich mittels einer Säure ausgefällt. Als zweite große Verfahrensgruppe sei hier das biotechnologische Verfahren genannt, in welchem Enzyme eingesetzt werden, um das sonst unlösliche Protopektin aus der Mittellamelle extrahieren und modifizieren zu können. Die hier angewandten Enzyme nennen sich „Protopektinasen“ und werden aus Mikroorganismen (Candida guilliermondi, Bacillus licheniformis spore u.a.) gewonnen. Gegenüber vorgenannter, konventioneller Verfahrungsgruppe wird hier eine deutlich höhere Ausbeute nebst geringerem Energieaufwand erzielt. Auch werden hierbei keine nitratbelasteten Trester produziert. Dieses biotechnologische Herstellungs-verfahren beeinflusst jedoch die chemische Struktur des Pektins und modifiziert infolge auch dessen Eigenschaften; trotzdem bzw. deshalb ist dieses Verfahren für LP von besonderer Forschungsrelevanz. LP extrahiert das Pektin nämlich reinphysikalisch...

LP's entwickeltes Verfahrens-Know-how wird nur plausibilisierend aufgezeigt und unterliegt in Gänze strikter Geheimhaltung!

Art. 4

Chemischer Strukturbau des Pektins

Besondere Bedeutung kommt dem Pektin dessen chemischer Strukturaufbau zu: ähnlich der Kollagenstruktur ist bei Pektin sowohl die jeweilige Pflanzenart ausschlaggebend, als auch (und das sei bes. angemerkt), der jeweilige Pflanzenbestandteil, das Pflanzenalter an sich sowie die Pflanzenkultivierung und deren Züchtung. Pektin gehört allgemeinhin der großen Gruppe der Polysaccharide an. Es

setzt sich, entspr. seiner Grundstruktur, aus zumeist α-1-4-glycosidisch verknüpften D-Galacturonsäuremolekülen zusammen (u.a. auch mit Methanol verestert). Pflanzliche Regionen, in welchen fast nur Galacturonsäuremoleküle verankert sind (s. schem. Abb. r.) gelten als unverzweigt und werden Homogalacturane genannt. Auf etwa 200 Galacturonsäureeinheiten kommt hier nur 1 Rhamnose-einheit (C6H12O5).

Hingegen sind die stark verzweigten Regionen („hairy regions“) im Rückgrat des Pektinmoleküls aufgebaut, und zwar alternierend aus α-1-4-verknüpften D-Galacturonsäuremolekülen und α-1-2-verknüpften L-Rhamnosen. Die Seitenketten der „hairy regions“ bilden sich aus glycosidisch gebundenen D-Galactosen, L-Arabinosen und D-Xylosen, wodurch sie eine hohe Widerstandsfähigkeit gegen pektinolytische Enzyme bekommen. Hairy regions machen max. 5 % vom gesamten Galacturäuregehalt des Pektinmoleküls aus. In letztgenanntem sind die Galacturonsäureeinheiten gegeneinander um 120° verdreht, womit jede vierte die gleiche Position einnimmt. Hingegen nimmt das gelöste Molekül eine helikale Struktur ein, bei welcher immerzu 3 Galacturonsäureeinheiten 1 Komplettwindung bilden (kraft sterischer Faktoren und v.a. Wasserstoffbrücken bindungen noch stabilisierend).

Art. 5

Rhamnosen-Unterbindung

I.d.R. ordnen sich zwei benachbarte Helikasen (in Lösung) exakt parallel zueinander an. Doch die regelmäßige Helixstruktur wird von den Rhamnosen unterbrochen, was dann zu Knickungen der linearen Pektin-Struktur führt und so das Hydratisationsvermögen und die Geliereigenschaften negativ beeinflusst. Die so beeinflusste makromolekulare Dimerisierung der Pektinketten stört zum einen die Ausbildung von wichtigen Haftzonen und begünstigt zum anderen die Immobilisierung von Lösungsmitteln (i.d.R. Wasser). Infolge sind die hierfür verantwortlichen Rhamnosen enzymatisch unwirksam zu machen. Denn letztlich gilt: Für Gel-bildende Eigenschaften ist der Galacturonsäuremolekül-Veresterungsgrad der Carboxylgruppen ausschlaggebend. Diese aber sind teils mit Methanol und teils (oder vollständig) durch negative Kationen neutralisiert (bspw. Na+ und Ca++). Pektine sind hoch- u./od. niederverestert. (Hochveresterte Pektine weisen einen Veresterungsgrad von über 50 % auf). Auf weitere Unterteilungen sei hier verzichtet; lediglich sei noch kurz die Gruppe der mittelveresterten Pektine erwähnt, deren Veresterungsgrad zwischen 45 – 65% schwankt. Wie die enzymatisch-mikrobielle Rhamnosen-Unterbindung im Detail erfolgt, bleibt IP-bedingt ausgespart.

Art. 6

Gel-Bildung lt. Veresterungsgrad

Bei der Gel-Bildung steht der Veresterungsgrad des Pektins in engem Zusammenhang mit der Gel-Bildungsgeschwindigkeit sowie mit der Textur der Gele an sich. Will sagen: hochveresterte Pektine gelieren schneller, und dies bei höheren Temperaturen. Zur Gelbildung selbst ist ein Zuckeranteil von mindestens 55-Gew.-% und ein pH-Wert von 1 bis 3½ vonnöten. Hierbei bewirkt die Säure, dass die Pektine nicht negativ aufgeladen werden und sich infolge abstoßen. Unterdes bindet der Zucker das Wasser, welches ansonsten von Pektinen aufgenommen würde. Auf diese Weise wird eine Bindung zwischen den Molekülen verhindert. Sofern das Verhältnis von pH-Wert und Säure korrekt aufeinander abgestimmt ist, treten hinreichend viele Pektinmoleküle auf, wonach die Pektinketten (mithilfe von entsprechenden Wasserstoffbrückenbindungen) miteinander verbunden werden können. Pektine, die einen Veresterungsgrad unter 50 % aufweisen, machen den zusätzlichen Einsatz von Calcium erforderlich; hingegen ist Zucker hierin nicht mehr vonnöten. Bei dieser Reaktion verläuft der pH-Bereich (durch Calciumzugabe) zwischen 1 bis 7. Als Pektinsäure selbst wird das Pektin mit einem Veresterungsgrad von unter 5 % bezeichnet. Pektinsäure aber vermag unter gleichen Bedingungen (gleich den niedrigveresterten Pektinen) Gele zu bilden. Und bei hohen pH-Werten (durch hohen Gehalt an mehrwertigen Kationen) fällt die Pektinsäure gar als Pektat aus (Salze unveresterter Pektinsäuren). Zuckerrübenpektinsäure (C41H60O36) allerdings hat – entgegen allgemeiner Annahmen – die Eigenschaft, enzymatisch-mikrobiell so aufbereitet werden zu können, dass sie (gleich höherveresterten Pektinen) festere Gele zu bilden vermag. Details bleiben auch hier IP-bedingt ausgespart.

Art. 7

Pektinolytische Enzyme

An sich sind Enzyme Bio-/Eiweißpolymere, die von Zellen gebildet werden und als sog. „Biokatalysatoren“ arbeiten. Sie bestehen aus einer oder mehreren Untereinheiten, welche sich aus Aminosäuren (insgesamt 20) zusammensetzen. Diese wiederum bilden proteinspezifisch eine Reihenfolge und sind über Peptidbindungen miteinander verknüpft. Peptidbindungen werden ihrerseits von Carboxyl-/Aminogruppen einzelner Amino säuren (unter Abspaltung von Wasser) gebildet. Liegt eine Verbindung von mehr als 100 Aminosäuren vor, spricht man Proteinen. Weist die Verbindung zwischen 10 und 100 Aminosäuren auf, so gilt sie als Polypeptid. Im Enzym nehmen Proteine eine spezifische Struktur ein und sind räumlich so zueinander angeordnet, dass ein dreidimensionales Gebilde mit einer taschenartigen Vertiefung (dem Aktionszentrum) entsteht. Dieser spezifische, 3-dimensionale Strukturaufbau ist Voraussetzung dafür, dass Enzyme mit ganz bestimmten (als Substrate bezeichneten) Stoffen einen „Enzym-Substrat-Komplex“ einzugehen vermögen. Die dynamische, räumliche Anordnung im Aktionszentrum bedingt das „Schlüssel-Schloss-Prinzip“ des Enzyms. Kraft dieser Anordnung ist kaum noch Aktivierungsenergie vonnöten, was zur immensen Geschwindigkeitssteigerung des eigentlichen Reaktionsverlaufes führt. Biologische und chemische Reaktionen werden so 10EXP10- bis 10EXP20-fach gesteigert. Das Molekulargewicht des jeweiligen Enzyms liegt unterdes zwischen 10.000 und mehreren Millionen Dalton. Solche enzymatisch katalysierten Reaktionen unterliegen allerdings auch einer typischen Sättigungskinetik. Da Enzyme jedoch (im Vergleich zu chemischen Katalysatoren) immer nur eine oder nur ganz wenige Reaktionen zu katalysieren vermögen, spricht man von reaktions-spezifischen Katalysatoren, wobei die Spezifität dieser Enzymkatalyse nicht das Substrat als Gesamtmolekül, sondern nur die chemischen Gruppen des Substrates betrifft. Umso präziser erfolgt die enzymatische Forschung von LP.

Art. 8

Enzymnomenklatur

Hinsichtlich ihrer Nomenklatur fällt ferner auf, dass für eine Vielzahl verschiedener Enzyme oft mehrere Namen zugleich gebräuchlich sind (was sicherlich daran liegt, dass die frühere Enzymologie den Enzymen willkürlich Namen verlieh). Denn erst viel später sind Enzymnamen dadurch entstanden, dass an das vom jeweiligen Enzym umgesetzte Substrat die Endung „-ase“ hinzuerhielt. Infolge hießen bald stärkespaltende Enzyme „Amylasen“ und fettspaltende „Lipasen“. Entsprechend ihrer jeweiligen Funktionalität erhielten diverse Enzymgruppen auch Trivialnamen wie „Oxidasen“, „Dehydrogenasen“, „Decarboxylasen“, welche sich z.T. bis heute erhalten haben. Eine präzise Nomenklatur liefert das IUB, welches den Mechanismus der Reaktion präziser beschreibt… Auf weitere Detaillierungen wird verzichtet, da dem/den Adressaten die komplexe Enzymklassifikation ebenso bekannt sein dürfte. Laut IUB ist jedem Enzym eine Schlüsselnummer zugewiesen, die als EC-Nummer gekennzeichnet ist, und deren 1. Zahl die Hauptklasse der Enzyme verrät. Insgesamt gibt es sechs Enzym Hauptgruppen. So z.B. besitzt die Pektinesterase die Schlüsselnummer „PE, EC 3.1.1.11“, wobei die 3 für die 3. Hauptgruppe steht und so angibt, dass es sich bei diesem Enzym um eine Hydrolase handelt. Nicht weniger wichtig sind Cofaktoren bzw. Coenzyme in enzymatischen Reaktionen, deren Nichtproteinmoleküle vor allem von den Enzymen aus Hauptgruppe 1, 2, 5 und 6 benötigt werden.

Art. 9

Coenzyme

Coenzyme, die (gleich einem 2. Substrat) an Reaktionen teilnehmen, sind Cosubstrate. Eines der wichtigsten Coenzyme stellt hierbei das NADP+-Molekül dar, da es wasserstoffübertragend ist. Derartige Coenzyme sind i.d.R. fest mit dem eigentlichen Enzym verbunden, hin und wieder auch durch covalente Bindungen mit dem Protein. Der so entstehende Komplex aus Enzym und Coenzym nennt sich Holoenzym, dessen Proteinanteil alleinstehend Apoenzym genannt wird. Diese Anwesenheit von Coenzymen ist folglich ausschlaggebend für die Enzymaktivität (vgl. Art. 1, endo-Polygalacturonase-Aktivitätskontrolle). Unbenommen gibt es noch viele weitere Einflussfaktoren der Enzymaktivität (pH-Wert, Konzentration gelöster Salze, Reaktionstemperatur, Druck, usw.), welche dem / den Adressaten gleichsam als bekannt vorausgesetzt werden. Infolge wird auf weiteres Detaillieren verzichtet. Einzig sei vermerkt, dass per Quantifizierung der Reaktionsproduktzunahme des ausschlaggebenden pektinolytischen Enzyms exo-Polygalacturonase auch dessen Aktivitätsbestimmung erfolgt, indem es neben Pektinesterase und endo-14-Polygalacturonase anhand seiner so ermittelten Aktivität photometrisch durchmessen sei.

Art. 10

Pektinesterasen

Pektinesterasen, auch als Pektinmethylesterasen bekannt, zählen neben den Polygalacturonasen zur großen Hauptgruppe der Hydrolasen. Bei genauem Hinschauen aber gehören sie zur Untergruppe der Carboxyester Hydrolasen. Selbstredend hydrolysieren diese Enzyme die Methylestergruppen des Pektins. Infolge geht aus hochverestertem Pektin niederverestertes hervor, was durch Einwirkung von Pektinmethylesterasen auf die Methylestergruppen des Pektins zur Bildung von Pektinsäure und Methanol entsteht. Auch hier leitet LP (im logischen Umkehrschluss) enzymatisch-mikrobiell die Niederveresterung in Hochveresterung über. Wie gehabt, seien auch (und insbesondere hier) IP-bedingt Detaillierungen ausgespart. Nur so viel im Vorfeld: die Polygalacturonasen katalysieren die Spaltung der α-1-4 glycosidischen Bindungen, und zwar zwischen den Galacturonsäuremolekülen des Pektins. Dabei spaltet die endo-Polygalacturonase (EC 3.2.1.15) die Pektinkette eher zufällig, hingegen exo-Polygalacturonasen (EC 3.2.1.67) Monogalacturon-säureeinheiten (Dimere) vom nicht-reduzierenden Kettenende her abspalten. (Exo-Polygalacturonasen und endo-Polygalacturonasen treten in allen höheren Pflanzen und zahlreichen Mikroorganismen auf). Da es ferner nur in Nachbarschaft zur Ausbildung eines Enzym-Substratkomplexes kommen kann, werden via Hydrolyse ausnahmslos freie Cayrboxylgruppen eingesetzt. Entlang der Pektin-kette entstehen folglich immer größere Abschnitte, in denen Pektin entestert wird - Grundvoraussetzung zur weiteren hydrolytischen Spaltung durch Polygalacturonasen! Gemäß dem enzymatischen "Schlüssel-Schloss-Prinzip" wird auch hier im Umkehrschluss von Entesterung zur Veresterung geschritten (was in in praxi deutlich komplizierter erfolgt, als es hier so einfach anklingt).

Art. 11

Extrahierung pektinolytischer Enzyme

Pektinolytische Enzyme kommen im Pflanzengewebe nur geringfügig vor. Umso wichtiger ist deren korrektes Extrahierungsverfahren, welches i.d.R. auf folgenden zwei Wegen geschieht: das eine erfolgt durch Ausfällung der Enzyme mithilfe von Ammoniumsulfat, wohingegen LP doch eher das des Ultrafiltrierens präferiert, da dieses nicht so zeitintensiv ist und zudem und die Enzymaktivität deutlich weniger beeinflusst. Beide Herstellverfahren sind jedoch in ihren sämtlichen Verfahrensschritten bei 4°C durchzuführen, denn Enzyme sind von Haus aus thermisch instabil. Enzymextrahierung via Ultrafiltration erfolgt in 3 Schritten:

Aufschluss des Zellgewebes (Pflanzengewebe wird unter Zugabe von Saponin-versetzter NaCl-Lösung mittels Messermühle zerkleinert). Homogenisieren und nochmaliges, feineres Zerkleinern der Pflanzengewebestücke z.B. mit Ultraturrax. Suspension wird zwei Stunden lang gerührt, dann durch Nylontuch o.ä. gegeben, um restliche Bestandteile erstmals abzutrennen; anschließend wird verbleibender Filterkuchen mit Nylontuch o.ä. ausgewrungen. Filtrat bei 4°C zentrifugieren.
Klarer Überstand wird mittels Ultrafiltration aufkonzentriert. Der Enzymlösung werden nunmehr Salze, reduzierende Zucker und jegliche Stoffe, welche noch die Membran passieren könnten, samt Wasser entzogen. Sobald Enzymlösung auf bestimmtes Volumen aufkonzentriert ist, wird Membran mit einer auf 4°C temperierten, dem Retentat zugegebenen NaCl Lösung maßbestimmt gespült.
Verbleibender Enzymextrakt wird mithilfe eines Dialysebades von löslichen Stoffen mit niedriger Molekülmasse befreit, in welchem sich eine Dialyselösung aus entionisiertem Wasser, NaCl und sehr geringfügig Natriumazid befindet. Natriumazid soll mikrobielles Wachstum unterbinden. Der Enzymextrakt befindet sich unterdes in einer semipermeablen Membran (aus Cellulose bestehender „Dialyseschlauch“). Dialyseschlauch wird vor Befüllen mit Enzymextrakt zwecks Entkeimung aus gekocht. Gefüllter Dialyseschlauch verbleit (bei konstanten 4°C) anschließend jeweils zweimal für mindestens 4 Stunden in Dialyselösung. Zur Entfernung restverbleibender, kleiner Niederschläge wird Extrakt nochmals zentrifugiert.

Endlich kann der Enzymextrakt zur Aktivitätsbestimmung der endo-Polygalacturonasen und Pektinesterasen eingesetzt werden (vgl. auch hier wiederum Art. 1, casus cnactus)! Als wesentliches Mess- und Maßkriterium sei ferner die Be(ob)achtung der kolloidalen Einflussparameter bedacht.

II. Pektinisierungsverifikation

Präambel

Modernste Schnellmethoden zur Analyse und Verbürgung der Qualität von Lebensmitteln bedingen immer stärker auch die Suche nach möglichst rasch messbaren chemisch-physikalischen Größen, die verlässlich der Qualitätsanforderung entsprechen. Eine der heute gängigsten Methoden ist die rheologische (Rheologie = Wissenschaft materiellen Verformungs-/Fließverhaltens, Teildisziplin der Elastizitäts-/Plastizitätstheorie nebst Strömungslehre von nicht-Newtonschen Flüssigkeiten). Ihr obliegt der Erforschungsbereich von „kontinuumsmechanischen“ Problematiken, d.h. das Evaluieren und Konkludieren von hierzu erforderlichen Materialgesetzen, und zwar aus der mikroskopischen resp. nanologischen Basisstruktur von unterschiedlichen Materieniederschlägen (Suspensionen, Makromolekularsysteme usw.).

Art. 1

Viskositätsmessung

Die Zuckerrübe wird zunächst auf mechanische Eigenschaften hin untersucht, indem ihre Rohsaftviskosität im technischen Maßstab möglichst lückenlos erfasst wird. D.h., das Auftreten von viskositätserhöhenden Polysacchariden im Rohsaft wird vermittels moderner Rheometer aus hochkonzentrierten (und verdünnten) Probenmaterialien im technologisch relevanten Trockensubstanz- und Temperaturbereich auf ihre chemisch physikalischen Substanzkennwerte hin ermittelt, vermöge dessen technologische Maßnahmen zur Sicherung der jew. Fahrweisen einzuleiten sind. Bei solcherart Untersuchungen – von den Rohstoffen bis zu den Finalprodukten – sei vor allem erstmal der Zusammenhang zwischen der Bruchkraft, dem Elastizitätsmodul und der elastischen Verarbeitbarkeit als Kenngrößen der physikalischen Eigenschaften sowie der eigentlichen Verarbeitungsqualität der Zuckerrübe (in Abhängigkeit ihrer Lagerzeit) beobachtet. Untersuchungen des Rohextraktes sollen ferner Viskositätsänderungen in „schlechten“ Rüben feststellen, da die Viskosität des Extraktes mit zunehmender Konzentration an v.a. hochmolekularen Bestandteilen (Pektin, Dextran* u.a.) zunimmt. (*Hochmolekulare, verzweigte, neutrale, u.U. gar wasserlösliche Biopolysaccharide, welche vor allem Hefen und Bakterien als Reservestoffe dienen). Hierzu wird das Viskositätsverhalten in Relation zur Trockensubstanz und Temperatur ermittelt, unterdes das rheologische Deformationsmesssystem zum Einsatz kommt: Beim Trockensubstanzgehalt von über 83 % erfolgt ein „nicht-Newtonsches“ Verhalten bei weniger als 50 °C. Es wird also experimentell die Abhängigkeit des Viskositätsverhaltens der Melasse von Trockensubstanz, Temperatur und Fließindex herausgestellt.

Art. 2

Vinassemessung

Nachdem das rheologische Verhalten von Vinasse (Folgeerzeugnis der Melasse-Fermentation) bis dato so gut wie kaum untersucht worden ist, konstatierte LP, dass die Abhängigkeit des Fließverhaltens (Newton/nicht Newton) maßgeblich vom vorherigen Prozess, nicht aber von der Trockensubstanz bestimmt wird. Sodann fand LP heraus, dass den wärmephysikalischen Kennwerten – wider Erwarten – Dichte und spezifische Wärmekapazität des Wärmeleitfähigkeitskoeffizienten (nebst spez. Siedepunkterhöhung) nicht zwangsläufig zu Grunde gelegt werden müssen, was den Prozess im Detail und gesamtheitlich maßgeblich vereinfacht. Die wärmephysikalischen Kennwerte dienten LP jedoch als Orientierungsdaten bei der von ihm neuentwickelten, rheologischen Vinasse-Vermessung.

Art. 3

Qualitätsmessungen

Die eigentliche Zuckerrübenverarbeitung beginnt mit Anlieferung + Aufbereitungsprozesstechnologie des Rohstoffes zum Schnitzel. Ihre Rohstoffprobleme werden i.d.R. durch Witterungseinflüsse (Frost u./od. zu warme Witterung) verursacht, womit Veränderungen ihrer chemischen und physikalischen Eigenschaften maßgeblich Einfluss auf ihre Verwertbarkeit und Qualität nehmen. Durch möglichst praktische Messung der physikalisch-mechanischen Eigenschaften der Zuckerrübe können derartige Veränderungen bereits bei deren Einlagerung, Transport u./od. Zerkleinerung festgestellt werden. Diese Untersuchungen seien Maßstab zur Bestimmung der Schnitzelqualität. Die allgemeine Literatur gibt bislang allerdings kaum materialwissenschaftliche Angaben zum fluiddynamischen Verhalten von Rohstoff, Zwischen-/Final-/Nebenprodukten aller industriellen Fabrikationsprozesse preis.

Infolgedessen legte LP besonderen Wert auf eine umfassend materialwissenschaftliche Examinierung der Verarbeitungstechnologien. Zwar gab es vor LP schon marginal Forschungsarbeiten über das fluiddynamische Verhalten von konzentrierten Lösungen in der Verdampfstation, wiewohl die fluiddynamischen Kennwerte der Zwischenprodukte weitgehend erst von LP ermittelt worden sind: Seine materialwissenschaftlichen und rheologischen Untersuchungen führten teils ungeahnte Rückschlüsse auf die chemischen und physikalischen Vorgänge in beispielsweise folgenden Prozessschritten zutage:

Bestimmung physikalisch-mechanischer Eigenschaften des Rohstoffs in Relation zu Inhaltsstoffen.
Evaluierung des rheologischen Verhaltens nativer Extraktionssäfte direkt nach Rübenzerkleinerung.
Erstellen einer Viskositätsmatrix bei Verarbeiten alterierter Rüben.
Ermittlung des rheologisches Kombinanzverhaltens reiner Melasse, Vinasse, Saccharoselösung..., und zwar in Abhängigkeit von Temperatur (30 bis 130 °C), Trockensubstanz- und Kalksalzgehalt, pH-Wert usw.
Rheologische Charakterisierung von Melasse und Vinasse in Relation zur Trockensubstanz und deren chemischer Konsistenz.
Ermittlung des Viskositätseinflusses durch Pektin und Dextran im Rohextrakt.

Da ferner das rheologische Verhalten von Vinasse (Folgeerzeugnis der Melasse-Fermentation) vor LP kaum untersucht worden ist, fand LP als erster heraus, dass die Abhängigkeit des Fließverhaltens (Newton/nicht Newton) maßgeblich vom jeweils vorherigen Prozess – nicht aber von der Trockensubstanz bestimmt wird.

Art. 4

Lagerkriterien

Da die Wurzeln der Rübe auch nach deren Ernte noch biologisch aktiv sind, müssen Lagerungsbedingungen geschaffen werden, welche die technologische Qualität der Zuckerrübe zu sichern vermag. Hierzu gibt es zwei Möglichkeiten:

Unbelüftet in kleinen Mieten am Feldrand (qualitätsbedenklich und kostengünstig).
Im Silo einer Zuckerfabrik (qualitätssichernd und kostenintensiv).

Belüftung erfolgt optimalerweise bei 0 ≤ ϑ ≤ 5 °C. Die Kühlluft sollte –4 °C nicht unterschreiten. Tiefere Temperaturen verursachen irreversible Schäden in der Zuckerrübe. Bei Zuckerrübenlagerung treten folgende Veränderungen in den Rüben ein:

Massenverlust (=Saccharose-/Welkverlust), bedingt durch Witterung, Rübenqualität und Lagerart.
Zuckerverlust durch „Veratmung“. 1. Stufe = Invertierung der Saccharose, 2. Stufe = enzymatische Abbau. Atmungsintensität steigt exponentiell mit Temperatur. Mangelhaftes Zuführen von Luftsauerstoff fördert u.U. alkoholische Gärung.
Erhöhte Niederschläge erschweren Ernte / Abtransport der Rüben, was erhöhten Erdanhang zur Folge hat und so deren Fäulnis fördert.
Stoff-/Strukturveränderungen durch zu häufiges Wechseln von Gefrieren und Wiederauftauen bei Lagerung erhöhen Anfälligkeit auf Verderb durch Stoffwechsel von Pilzen /Bakterien. Faulende Rüben verlieren an Zellsaftreinheit und nehmen an reduzierenden Substanzen zu (wobei es generell nicht quantifizierbar ist, welche Abbauprodukte im Einzelnen entstehen, da dies vom jew. Befall abhängt. Besonders kritisch ist das Entstehen von Dextran, das in vollends durchgefaulten Rüben sehr hohe Gehalte aufweist).

Bedingungen für eine verlustarme Lagerung:

Saubere Rüben durch weitgehendes Entfernen des Besatzes vor Einlagerung.
Optimale Lagerbedingungen: Temperatur 0 bis 5 °C, relative Luftfeuchtigkeit 90 bis 96 %.
Zwangsbelüftung (wenn Stapel 3 m Höhe und 15 m Breite überschreiten). Belüftungsintensität bei ungewaschenen Rüben 20 m3/(t · h) und bei gewaschenen mindestens 40 m3/(t ⋅ h).
Welk- / Fäulnisschutz: Durch Besprühen von Kalkmilch wird die Rübenoberfläche desinfiziert und die Mikroorganismentätigkeit gehemmt. Auch können Abdeckungen (bei Feldlagerung) die Reflexion einfallender Wärmestrahlung bewirken, womit besser Kühlung Rechnung getragen ist.

Die Höhe des Elektroenergieverbrauchs für den zugeführten Luftvolumenstrom ist, neben dem zur Temperatursenkung, v.a. von der Ausführung der Belüftungskanäle hinsichtlich Querschnittsfläche und Luftwiderstandsbeiwerten abhängig. Letztere werden v.a. durch die Verhältnisse beim Ansaugen der Luft, d.h. durch Konstruktion des Übergangs vom Lüfter zum Belüftungskanal, auch durch Gestalt der Luftaustrittsöffnungen sowie durch die Geometrie der Belüftungskanäle selbst bedingt. Die Qualität des Zuckerrübenpektins hängt infolgedessen ebenso von der rheologischen Messpräzision ab, wie von der sachgerechten Lagerung und Vorbehandlung der Rübe selbst. Ob es vorteilig ist, einzig das Mark („Rübenabfall“) zur mikrobiell-enzymatischen Pektingewinnung heranzuziehen, wird im Wege weiterführender Forschung noch aufgehellt. Zur gesamtheitlichen, innovativen Verfahrensanalyse wird im folgenden Kapitel IV. die »Beta vulgaris subsp. vulgaris (Altissima Group)« einer in über 6 Monaten von LP eigenhändig vorgenommenen Mikroanatomie unterzogen, um jeden Verfahrensschritt an den auseinanderdetaillierten Bestandteilen der Pflanze korrelativ vornehmen zu können:

IV. Mikroskopische Anatomie der Zuckerrübe

I. Zuckerrübensamen

Vorweg gilt: handelsüblicher Zuckerrübensamen ist kein eigentlicher im botanischen Sinne. Vielmehr ist der Same der „Beta vulgaris“ ein Kompakt aus 3 einsamigen Früchten, die folgenderweise entstehen: Kurz vor Beginn der Blütezeit finden sich in der Achsel der Bractee (Hochblatt im Blütenbereich) bis zu 5 nichtgleichaltrige Blütenknospen, von welchen i.d.R. nur 3 zur Ausbildung kommen. Diese befinden sich auf einem sehr kurzen, oben recht dicken Stiel, an dem das Ursprungstragblatt kaum noch sichtbar ist. Die Einzelfrucht selbst ist schließlich von einem fortgewachsenen, fünfzipfligen Perigon (Blütenblatt) eingehüllt. Die Blütenspitze erscheint unterdes von oben gesehen rundlich-dreieckig. In ihrer Spitze liegt eine kleinere Vertiefung, in welcher der Rest der Narbe (oberer Abschnitt des Fruchtblattstempels der Blüte) anzutreffen ist. Diese Narbe wiederum ist von den Rudimenten der fünf Filamente (Staubfäden des pollen-produzierenden Blütenorgans) umgeben – siehe obige Abb. von Prof. Dr. Otto Wilhelm Thomé anno 1885! Das Pericarp (Fruchtgehäuse) besteht innerhalb der Epidermis aus einem mehrreihigen, dünnwandigen und inhaltslosen Parenchym (spez. Stützgewebe) und aus einer von sog. kristallführenden Steinzellen zusammengesetzten Hartschicht. Diese Hartschicht umschließt die ins Perigon eingesenkte Frucht mit einer knochenharten Hülle. Und genau hierin findet sich der eigentliche Same. Dieser Same weist eine glänzend braune Farbe auf, ist linsenförmig platt zusammengedrückt. Sein maximaler Durchmesser beträgt 2 Millimeter, seine Dicke etwa 1 bis 1,5 Millimeter. Mit seinem Längsdurchmesser liegt er gewöhnlich horizontal in seiner gepanzerten Fruchthülle eingebettet. Und gemäß seiner äußeren Gestalt und Position verkörpert er bildhaft den Embryo der Beta vulgaris, dessen Radicula in Form einer dezenten Furche und eines eher stumpfen Fortsatzes dieses rundlichen Samens erkennbar ist. Schneidet man den Samen axial, d.h. im Horizontalschnitt der Frucht, so sieht man in der hauchdünnen Samenschale peripherisch den linearen, kreisförmig gerollten Embryo, in dem wiederum kreideweiß mehliges Eiweiß steckt.

Am Embryo lassen sich mit einer einfachen Lupe die einzelnen Hauptteile, d.h. die linearen, aneinandergelegten Kotyledonen (Keimblätter) und die in den zitzen-förmigen Fortsatz hineinragende Radicula unterscheiden. Hingegen besteht die Samenschale selbst aus zwei Teilen: die innere Samenhaut (erbsengelb, aus einer Schicht polygonaler, unregelmäßiger, tafelförmiger und interzellularloser Zellen, mit mittelstarker Zellmembran, unmittelbar dem Embryo und dessen Eiweiß aufliegend); die äußere Samenschale (tiefbraun gefärbt, im trocknen Zustand papierartig glänzend, ja runzlig, aus zwei Zellschichten gebildet, deren dünne, polygonalen Wände ohne Interzellularräume aneinanderstoßen). Beide Samenschalen gehen ihrerseits aus den Integumenten (spezifische Hüllschichten) früherer Samenknospen hervor, welche der jeweiligen Anzahl an Zellschichten immerzu identisch sind. Der Embryo selbst umlagert kreisförmig das Sameneiweiß. An seinem Wurzelende findet sich erkennbar eine Wurzelhaube, bestehend aus 8 bis 15 verschiedenen Zellschichten. Die Epidermis des fortwährend auf der Radicula sich aufbauenden, hypokotylen Gliedes besteht aus einer Schicht von radial gestreckten, viereckigen Zellen mit etwas verdickten Außenwänden. Von ihrer Oberfläche her bilden die Epidermiszellen ein polygonales, nahezu regulärsechseckiges Maschengewebe. Das Rindengrundgewebe ist vom Plerom (meristematisch sich entwickelnder Zentralzylinder der Wurzel) durch eine einfache Scheide getrennt und besteht aus 6 bis 8 verschiedenen Zellschichten. Deren Zellen zeigen eine Längenausdehnung von 0,011 bis 0,012 Millimeter; ihre Breite misst 0,016 bis 0,028 Millimeter; folgerichtig sind sie radial gestreckt. Im ihrem Längsschnitt erscheinen sie viereckig, im Querschnitt polygonal. Nach innen werden sie kleiner. Das Plerom bildet einen zentralen Strang (9 bis 15 Zellen im Durchmesser); dessen Elemente sind zwischen 0,008 bis 0,027 Millimeter axial gestreckt; in ihrem Längsschnitt sind sie rechteckig, im Querschnitt polygonal und i.d.R. sechseckig.

Zwischen den Ansatzstellen der Kotyledonen ist der Vegetationskegel mit Dermatogen versehen, unter denen klar abgegrenzt die primordiale Rinde und das Plerom zum Vorschein treten. Die Kotyledonen selbst bestehen aus einem Strang axial gestreckter Zellen (etwa ein Dutzend Zellen dick), umgeben von 4 bis 5 Zellschichten, dem zukünftigen Chlorophyllparenchym. Die Kotyledone wird von einem Dermatogen völlig umschlossen, dessen Zellen auf der Innen- d.h. der zukünftigen Blattoberseite etwas grösser sind als außen (Blattunterseite). Hinsichtlich des Gewebszelleninhalts des Embryos besteht dieser aus glänzenden, kleinen, in einer ölhaltigen Grundmasse eingebetteten Proteinkörnern. Gleiches gilt für die Epidermis. Das Eiweiß des Samens ist an sich ein Perisperm, welches nur in Konkavität des Embryos auffindbar ist. Dieses Perisperm besteht aus eher großen, polygonalen Zellen mit einem Durchmesser von 0,068 bis 0,140 Millimetern. Ihre Zellwände sind hingegen hauchdünn und bilden dank des dichten Stärkeinhalts der Zellen eine kaum erkennbare Netzhaut, die sich bei Schwefelsäure und Jod braun verfärbt, ohne dabei zu zerfallen, wiewohl sie sich in konzentrierter Schwefelsäure gänzlich auflöst. Diese Zellen sind gänzlich mit Stärkemehl vollgestopft. Dessen Stärkekörner sind von elliptischer oder runder Gesamtform und haben einen Durchmesser von 0,014 bis 0,021 Millimeter. Sie sind aus ungeheuer vielen, sehr kleinen und gleichfalls rundlichen Bruchkörnchen (0.004 Millimeter Durchmesser) zusammengesetzt, welche ihrerseits wiederum so klein sind, dass sie mitunter die Zwischenräume zwischen den zusammengesetzten Körnern in den Zellen auszufüllen vermögen. Zur Samenentwicklung selbst sei Folgendes kursorisch gesagt: die im 3-karpelligen Fruchtknoten (horizontal) liegende, amphotrope Samenknospe bildet zuerst ihr inneres Integument, welches sonach aus dem äußeren hervorragt. Der linear gekrümmte Embryosack liegt in einem feinzelligen, an der Mikrophyle von einer dicken Zellschicht bedeckten Nucleus-Gewebe. Hingegen sitzt der sich entwickelnde Embryo auf einem vielzelligen, mehrreihigen Träger… Details seien hierzu ausgespart.

II. Zuckerrübenembryo

Die Kotyledonen des Zuckerrübenembryos sind von langgestreckt-elliptischer, lanzettlicher Gestalt, und zwar in den kurzen Stiel abwärts verlaufend. Wenn man einen in Alkohol entfärbten Keimlappen mit Kalium hinreichend aufhellt, wird vom Hauptnerven aus ein der Längsachse nach etwas gestrecktes Netz aus sog. Fibrovalsträngen durchs gesamte Grundgewebe sichtbar. Die Netzmaschen zeigen überall in sich freie Enden der Fibrovalstränge, auch zum Rand des Blättchens hin. Zudem fallen sogleich auch die mannigfaltigen, im ganzen Blattfleisch verteilten (an der Blattspitze am dichtesten), kristallführenden Zellen auf. Diese sind auf der Gesamtfläche in etwa genauso reichlich vorhanden, wie auch die Spaltöffnungen, deren Anzahl weiter unten aufgeführt ist. Die Kristallzellen liegen (wie der Querschnitt zeigt) im Schwammparenchym. Sie sind an der Blattspitze kleiner als an dessen Basis. Diese überaus zahlreichen, oktaedrischen Kalkoxalat-Kristalle füllen die Zellen nahezu vollständig aus. Der Querschnitt auf der Blattmitte zeigt das chlorophyllhaltige, aus circa 8 Zellschichten zusammengesetzte Blattfleisch, dessen Zellen oberseits zu einem bis zu 5-reihigen Palisadengewebe zusammengestellt sind und in ihrer Form eher eiförmig als sackartig-gestreckt ausfallen. Unter den Palisadenzellen liegen (unregelmäßig angeordnet) 4 bis 5 Schichten (fast runder) Grundgewebszellen mit weiteren Interzellular-räumen. Die Epidermiszellen (i.d.R. ohne Chlorophyll) sind platte, im Querschnitt rechteckige, rel. dünnwandige Zellen, mit verdickter Membran nach außen. Von der Fläche her sind sie vielseitig; ihre Wände erscheinen auf der Oberseite des Blattes meist gerade, d.h. nur selten unregelmäßig gebogen. Auf der Blattunterseite aber sind die Zellwände vielfach wellig, unregelmäßig ausgebuchtet und ineinandergreifend (bei Blattepidermen keine Seltenheit). Ihr regelmäßiges Gewebe wird beidseits von zahlreichen Spaltöffnungen unterbrochen. Diese fallen im Verhältnis zu den Epidermiszellen auffallend klein aus, sind aber i.Ü. typisch gebaut. Nachmessungen zufolge befinden sich auf der Blattunterseite 52 bis 61 Spaltöffnungen pro Quadratmillimeter, auf der Oberseite allerdings nur 35 bis 42. In ihrer Form jedoch sind sie auf beiden Seiten gleich. Die Oberfläche der Spaltöffnungszellen liegt etwas tiefer als die Oberfläche der angrenzenden Epidermiszellen. Immer dort, wo eine Spaltöffnung vorhanden ist, findet sich auch eine kleine Einsenkung in der Blattoberfläche.

Die Fibrova(sa)lstränge der Kotyledonen verlaufen i.d.R. zwischen Palisaden- und Schwammparenchym. Die äußersten Enden derselben liegen zwischen den rundlichen Parenchymzellen, eng an den Wänden derselben angeschmiegt. Diese kurzen Spiralfaserelemente weisen dementsprechend häufig eine knorrige und zackige Gestalt auf, weiter als die dahinterliegenden gestreckteren Spiralfaserelemente. Ansonsten verhalten sich die Stränge der Kotyledonen sehr ähnlich zu denen der Laubblätter; nur, dass diese in jeder Hinsicht schwächer ausgebildet sind (was weiter unten ausführlicher behandelt wird). Je mehr sich die Lamina der Kotyledone zur Basis hin verjüngt und in den Stiel des Keimblattes übergeht, desto mehr strecken sich die Zellen des Gewebes. Die Epidermiszellen werden in Richtung des Stiels länger, die Wellungen und Ausbuchtungen ihrer Wände geringer, gehen in geradere, regelmäßigere Formen über; die Spaltöffnungen werden seltener; die ringförmigen Gefäßverdickungen gehen immer mehr in spiralige über (und zwar bei denen im Innern des Stranges laufenden zuerst).Das hypokotyle Glied (Keimstengel) ist mit einer Epidermis bedeckt, welche der des Keimblattstiels ziemlich ähnlich ist. D.h., sie weist sehr langgestreckte, tafelförmige, meist viereckige Zellen auf. Und auch hier, in der Epidermis des hypokotylen Gliedes, finden sich Spaltöffnungen, die von gleicher Form und Beschaffenheit sind, wie jene der Kotyledonen. Dort aber, wo die Zellen des Rindenparenchyms mit den Epidermiszellen aneinandergrenzen, findet eine (wenngleich untergewichtete) kollenchymatische Verdickung der Zellwände statt. Ansonsten besteht das Rindengewebe aus dünnwandigen, tonnenförmigen Zellen, welche nicht allzu eng aneinanderschließen, und deren Inhalt Protoplasma ist.

Ihre Größe beträgt in einem ausgewachsenen Keimpflänzchen 0,29 Millimeter in Längsrichtung der Pflanze (bei einer Dicke von 0,067 Millimetern). Zentral in diesem, aus etwa sieben Reihen Rindenparenchymzellen bestehenden Mantel, liegt die Fibrovasalmasse. Auf dem Querschnitt erscheint sie von der Rinde her durch 2 (aus etwa gleich großen Elementen bestehenden) Zellkreise getrennt. Die äußere Zellschicht stellt die Pleromscheide dar, deren Zellen ohne Interzellularräume aneinanderschließen; in Längsrichtung der Pflanze sind sie ca. 0,054 Millimeter lang und 0,039 Millimeter breit. Sie erscheinen im Querschnitt vier- bis fünfeckig, im Längsschnitt hingegen gestreckt rechteckig. Hier weisen ihre Senkrecht- und Querwände eine stark gewellte, geschlängelte Struktur auf, wie sie sonst eher nur in Zellen der Wurzelscheide anzutreffen sind. Und während sie zunächst noch Stärke führen, erleiden sie im weiteren Wachstumsverlauf eine Verkorkung, und zwar noch bevor die Rinde abgeworfen wird (was weiter unten detaillierter behandelt wird). Die zweite, gleichmäßig geschlossene Ringschicht von Zellen unter der Wurzelscheide ist das Pericambium (einschichtige Scheide aus lückenlos aneinandergrenzenden, in Längsrichtung gestreckte Zellen). Es besteht ebenfalls aus unregelmäßig-viereckigen Zellen, zwar etwas kleiner als die der Scheide, doch gleichfalls ohne zwischen sich selbst, den Zellen der Scheide und der Fibrovasalmasse Interzellularräume auszubilden. Dieses Pericambium ist die Mutterschicht aller Nebenwurzeln. Die Fibrovasalmasse des hypokotylen Gliedes besteht aus zwei Strängen, jeder mit seinem Xylem (Holzteil) und Phloem (Siebteil). Diese sind im größten Teil des hypokotylen Gliedes angeordnet, allerdings nicht wie üblich im Stamm, sondern nach Art der Wurzel.

Mit anderen Worten: das Xylem alterniert mit dem Phloem. Bei der fertigen Keimpflanze zeigt sich auf dem Querschnitt (etwa in der Mitte des hypokotylen Gliedes), diametrisch durch den gesamten Fibrovasalstrangkörper verlaufend, eine Linie von 9 bis 12 Holzgefäßen. Die äußersten, der Rhizodermis (einreihiges Abschlussgewebe der Pflanzenwurzel) anliegenden, sind die engsten und zugleich die ältesten; doch je näher sie dem Zentrum liegen, desto weiträumiger und jünger fallen sie aus. Die Wände der ältesten Gefäße sind hingegen spiralig verdickt –in weiten Spiralen verlaufend. Die Wandverdickung der weiter nach innen hin gelegenen Gefäße ist enger spiralig oder auch ringförmig, die der jüngsten ist netzförmig porös. Ihre Querwände sind kreisförmig durchbrochen. An den Enden eines senkrecht die Xylemplatte schneidenden Diameters liegen die zwei Protophloembündel in Form schmaler Menisken (3 bis 5 Zellen in ihrer größten Breite enthaltend). Ihre unregelmäßig-polygonalen Bastzellen weisen auf dem Querschnitt sehr dünne Wände auf. Zwischen Holz (Xylem) und Bast (Phloem) wird der übrige Teil des Zylinders durch parenchymatische, dünnwandige, gestreckte, im Querschnitt polygonal erscheinende Zellen (3 bis 4 Schichten) ausgefüllt. Dies ist dasjenige Gewebe, dessen Zellen van Tieghem in seinem Werk „Cellules Conjonctives“ (1870/71) und Russow (1872) zuerst als „Füllparenchym“ und „Geleitzellen” in einer späteren Arbeit einfach „Leitzellen” nannten, was teils zu nomenklatorischen Missverständnissen führt.

Betrachtet man aber in vorgenanntem Querschnitt das hypokotyle Glied aufwärts, so verändert sich das Bild rd. 2 Millimeter unterhalb des Vegetationskegels: Die Gefäße des Holzes waren bislang zentripetal angeordnet; indem nun die innersten, jüngsten Gefäße nach außen weichen und sich tangential legen, unterdes sich aber auch die ersten, bereits sekundär gebildeten Gefäße an die nunmehr weichenden anordnen, machen sie so im Zentrum Platz für den Markkegel. Dieser wiederum schiebt sich mit seiner sehr feinen Spitze zwischen die Gefäße hinein. Je näher man aber dem oberen Ende des hypokotylen Gliedes kommt, desto größer wird das Mark, und desto mehr Gefäße schieben sich seitwärts, sodass schon bald zwei gegenüberliegende Gefäßbündel vorliegen, deren Gestalt auf dem Querschnitt dreieckig erscheint. Die Basis dieser Dreiecke aber wird von den jüngsten und weitesten Gefäßen gebildet und berührt das Mark unmittelbar. Die Spitzen dieser Dreiecke liegen in der Peripherie des Fibrovasalkörpers, wo sie dann die ältesten und engsten Gefäße produzieren. Die inneren Winkel der beiden Gefäßdreiecke berühren sich jedoch nicht; sie lassen „Füllparenchym” zwischen sich liegen. Doch das Ganze wird vom großzelligen Rindengewebe eingeschlossen, welches hier in seinen (mehr nach außen liegenden) Zellen Chlorophyll führt. Die Epidermiszellen weisen etwa ab Höhe des beginnenden Markkegels papillenartige Ausstülpungen auf. Der so entstehende, spitze Markkegel besteht aus dünnwandigen Zellen, die im Längsschnitt viereckig, nahezu quadratisch, im Querschnitt dagegen polygonal, fast rundlich sind. Die Markzellen teilen sich durch senkrechte, sich allseits windende Wände, und führen auf diese Weise die erste Vergrößerung bzw. Erweiterung des Marks herbei. Die Basis des etwas nach oben gewölbten Markkegels bildet der Vegetationskegel, in dessen Plerom das Mark allmählich übergeht. Über das Plerom, aus welchem das Mark und die Fibrovasalstränge gebildet werden, wölbt sich Periblem und Dermatogen. Geht man jedoch von vorgenanntem Querschnitt durch die Mitte des hypokotylen Gliedes abwärts, so gelangt man an eine Stelle, wo es sich etwas verdickt. Die Verdickung befindet sich in Höhe des Erdbodenniveaus. Unterhalb dieser Verdickung findet fernerhin eine Verjüngung statt, indem dort das hypokotyle Glied in die Hauptwurzel übergeht. Die Verjüngung aber beginnt unterhalb des Abganges der ersten Nebenwurzeln. Sie ist d e r Hauptcharakter des Basaltheilserums der Hauptwurzel.

Die jüngsten Gefäße aber, die dem Zentrum am nächsten liegen, sieht man nacheinander in ihrem Verlauf nach unten verschwinden (sich an die älteren, neben ihnen liegenden anlehnend). An ihre Stelle treten sodann die langgestreckten Pleromzellen, aus denen erstere im Urgewebe der Wurzel entstehen. So verschwindet schließlich ein Gefäß nach dem andern (immer nach der Wurzelspitze zu), indem es sich an das jeweils nächstliegende, ältere anlehnt. Dieser Vorgang erfolgt immerfort zentrifugal, und zwar in beiden Xylemen. So bleiben letztlich nur noch die beiden äußersten, in der Peripherie der Fibrovasalmasse liegen-den engsten Gefäße übrig, welche als solche etwa 2 Millimeter oberhalb der Wurzelspitze ihren End- bzw. ihren Ausgangspunkt nehmen. Exakt hier beginnt ihre ringförmige oder auch spiralige Wandverdickung sowie die Resorption und Durchbrechung der Querwände jener gestreckten Zellen, aus denen sie ursächlich entstanden. Die Wurzelspitze, d.h. ab da, wo die ersten Gefäße ihren Anfang nehmen, ist in ihrem inneren Bau vollständig analog derjenigen der embryonalen Pflanzen, jedoch mit dem folgendem Unterschied: Die Tätigkeit des Dermatogens hat die Wurzelhaube deutlich verstärkt. Etwa 1,5 Millimeter oberhalb der Wurzelspitze, d.h. genau dort, wo die recht junge Epidermis noch von einer Haubenzellenschicht bedeckt ist, sind erste Ausstülpungen der Epidermis-zellen erkennbar, die stetig aufwärts zu Wurzelhaaren heranwachsen und die darüberliegenden Wurzelhauben-Zellen unterdes aufheben bzw. abstoßen. Die Wurzelhaare selbst sind einzellige, dünnwandige Schläuche, die etwas erweitert auf der Epidermiszelle aufsitzen (und zwar auf deren unteren Hälfte). Sie werden etwa 4 Millimeter lang und haben eine gleichmäßige Dicke von etwa 0,007 Millimetern. An ihrer jeweiligen Spitze ist der protoplasmatische, körnige Inhalt am dichtesten… Die Wurzelhaare bedecken ihre Wurzel bis zu einer Höhe von etwa 15 bis 20 Millimetern hinauf. Wie oben bereits festgestellt, befindet sich der dickste Teil des hypkotylen Gliedes auf Erdbodenniveau, nämlich dort, wo zugleich ihr Übergangspunkt in die Basis der Wurzel liegt, und wo auch die ersten Nebenwurzeln auftreten. Und diese gehen in jeweils zwei Reihen aus der Hauptwurzel hervor, und zwar von der Stelle aus, wo die zwei ältesten Holzgefäße eben dem Pericambium anliegen. Bevor das Rindengewebe allerdings von der jungen Wurzel durchbrochen wird, bildet sich eine mehrschichtige Wurzelhaube. Dabei legen sich die neugebildeten Gefäße der Nebenwurzeln immerzu an die nächstliegenden Gefäße der Hauptwurzel an. Ihr Bau repliziert sonach immerfort genau den der Hauptwurzeln.

III. Die ausgewachsene Zuckerrübenpflanze

Art. 1

Blattstiel.

Anatomisch lässt sich keine klare Grenze bestimmen zwischen Blattstiel und dem Rübenkopf, aus welchem die Blattorgane hervorsprießen. Betrachtet man den Querschnitt des Stiels als Grenzbasis, und zwar genau dort, wo der Stiel aus der Rübensubstanz hervorgeht, so zeigt dieser nach außen (unter der Oberhaut) eine kollenchymatische Scheide, die ihrerseits das großzellige Grundgewebe einschließt. Hierin eingelagert (nahe der halbrunden, riefigen Stielunterseite), liegen 7 bis 10 Fibrovasalstränge. Die Epidermis des Blattstiels ist auf dessen Ober- und Unterseite unterschiedlich aufgebaut, je nachdem, ob unter der Epidermis Kollenchym- oder aber Chlorophyllgewebe liegt. Auf der konkaven Oberseite werden die Kanten unter der Oberhaut von 8 bis 15 Schichten kollenchymatischer Zellen eingenommen, ebenso ein Teil der in der Mitte befindlichen Oberseite. Diese Gewebeteile haben eine Epidermis aus langgestreckten Zellen, welche denen des Keimblattstiels ziemlich ähnlich sind. Diese Zellen sind viereckig, langgestreckt, auf den kurzen Seiten meist mit schiefen Wänden aufeinanderstoßend. Sie sind rd. 0,162 Millimeter lang und 0,029 Millimeter breit. In ihrem Gewebe fehlen allerdings gänzlich die Spaltöffnungen, denn das darunterliegende Gewebe ist Kollenchym. Vielmehr liegt zwischen diesen von kollenchymatischen Zellen überdeckten Stellen das chlorophyllhaltige Grundgewebe, und zwar direkt unter der Epidermis. Diese Teile der Oberhaut bestehen aus Zellelementen, die im Wesentlichen stark untereinander variieren. Sie sind eher isodiametrisch, d.h. sie stoßen weniger mit spitzen als stumpfen, abgerundeten Ecken aneinander; ihre Länge misst rd. 0,095 Millimeter, ihre Breite rd. 0,042 Millimeter. Ihnen sind zahlreiche Spaltöffnungen eingelagert: pro Quadratmillimeter durchschnittlich 54,3 Spaltöffnungen. In Längsrichtung stehen sie meist parallel zur Stielachse, wiewohl auch andere, sogar querliegende Stellungen anzutreffen sind.

Die Unterseite weist dieselbe Verschiedenheit des Oberhautgewebes auf. Die Kanten und Riefen werden, wie gehabt, von kollenchymatischen Gewebe aufgefüllt, was offenbar dazu dienen soll, dass der Blattstiel biegefest wird. Die Kollenchymzellen sind im Querschnitt eher regelmäßig 4- bis 6-eckig, mit einem Durchmesser von rd. 0,029 Millimetern. Nach innen werden sie weiter, sie sind interzellularlos und in ihren Ecken und Kanten durch glänzende Verdickungsschichten charakterisiert. Im Längsschnitt sind sie eher gestreckt und faserartig, haben spitzzulaufende Enden, womit sie ein ineinandergreifendes Zellgebilde sind. Ihre Durchschnittslänge beträgt 0,54 Millimeter. Durch dünnere Querwände sind sie in 2 bis 3 Zellen geteilt. Im Frühstadium weisen sie eine gestreckt-viereckige Gestalt auf, deren Querwände schief aufeinanderstoßen. Die schiefen Enden spitzen sich schließlich immer mehr zu, schieben sich zwischen einander, teilen sich dann durch die Querwände in 2 bis 3 Zellen, von denen die größeren immer auch eine größere Zartheit aufweisen, was ihre sekundäre Bildung auch später noch erkennen lässt. In den Rillen unter den Epidermiszellen schließt sich das Grundgewebe des Blattstiels nach innen an; es stellt die Hauptmasse des Blattstielgewebes dar und besteht (gleich dem der Wurzel) aus tonnenförmigen Zellen, von außen nach innen an Größe zunehmend, in Umgebung der Fibrovasalstränge hingegen wieder etwas abnehmend. Ihre durchschnittliche Dicke beträgt 0,119 Millimeter, ihre Länge 0,072 Millimeter. Inhalt dieser Zellen ist vorwiegend Traubenzucker (neben etwas Protoplasma und einem eher großen Zellkern). Dort, wo es wie in den Riefen unmittelbar den Epidermiszellen unterlagert ist, findet sich neben vorgenannten Substanzen als Inhalt auch Chlorophyll. An der Basis des Blattstiels führen nur wenige Zellreihen (3 bis 4) Chlorophyll.

Nach der Lamina hin nehmen die chlorophyllführenden Schichten aber immer mehr zu. Im gesamten Gewebe finden sich zudem Zellen voll kleiner Kristalle aus oxalsaurem Kalk; in der Nähe der Fibrovasalstränge mehr, zur Epidermis hin eher weniger. Entlang dem Blattstiel ziehen sich 6 bis 9 Fibrovasalstränge entlang, die durch etwa 5 Rindenzellen von der Blattstielunterseite und durch etwa 9 Rindenzellen von der -oberseite getrennt sind. An ihren Kanten sind sie kleiner, zur Mitte hin werden sie größer. Das Xylem ist der Oberseite, das Phloem der Stielunterseite zugewandt; dazwischen findet sich das Kambium (= Wachstumsschicht zwischen der Splintholzzone und der Rinde beim Holz). Der radiale Durchmesser dieser Stränge ist kürzer als der tangentiale. Auf ihrer Unterseite, also das Phloem bis etwa zu den Holzgefäßen umgehend, tritt eine nicht klar abgegrenzte Zellschicht auf, welche als eine Art Strang- oder Stärkescheide gedeutet wird. Auf Grund der Inkonstanz sowohl ihres Vorhandenseins als auch ihrer Zellenanzahl und ihrer Stärke, ist dieser Zellschicht daher keine nennenswerte Rolle beim Transport der Stoffe zuzumessen. Dafür aber grenzt messerscharf an diese Zellen der Hartbast. Dessen Zellen wiederum sind kollenchymatisch verdickt und unregelmäßig polygonal; ihr Durchmesser beträgt etwa 0,055 Millimeter.

Der Hartbast umschließt das Gefäßbündel halbmondförmig; in seiner größten Breite ist er zwischen 5 bis 12 Zellschichten stark. Den ältesten Fibrovasalsträngen ist eine eher kleinere Anzahl von 10 bis 15 Hartbastzellen eingelagert, die zwar von deutlich kleinerem Durchmesser sind, dafür aber stark verdickt ausfallen, umgeben von dünnwandigem Bastgewebe. Nach innen hin geht der Hartbast schroff in den Weichbast über; bedeutend kleiner im Zelldurchmesser: rd. 0,014 Millimeter. An der Grenze des Kambiums sind die Bastzellen dann viel regelmäßiger radial angeordnet, womit sie den Übergang zum Kambium anzeigen. Die radial angeordneten Zellen sind in lebhafter Teilung durch tangentiale Wände umgriffen. Die letztgebildeten, jungen Holzgefäße weisen eine regelmäßig-reihige Anordnung von spiraligen u./od. ring-förmigen Verdickungen auf. Zwischen ihnen lagert sich unregelmäßig Holzparenchym und Holzfasern von polygonalem Querschnitt und geringem Durchmesser ab. Diese bilden zugleich die Grundmasse, in der die älteren Gefäße verlaufen. Diese sind weiter, spiralig, ring- oder auch netzförmig sehr stark verdickt. Geht man den Blattstiel aufwärts, so findet man etwa 50 Millimeter unter der Ausbreitung der Blattlamina eine Stelle, wo sich die beiden äußeren Winkel des (auf dem Querschnitt dreieckig anmutenden) Blattstiels hinziehen. Das chlorophyllhaltige Grundgewebe vermehrt sich; die Fibrovasalstränge teilen sich; die Äste gehen z.T. in das neugebildete Grundgewebe der Stielflügel über. Das Grundgewebe, das im Blattstiel noch aus gleichartigen Zellen bestand, differenziert sich hier immer mehr, je höher der Blattstiel wird und je breiter die Flügel werden (in gleicher Anordnung wie im Parenchym der Blattlamina). Das kollenchymatische Gewebe, welches die Ecken der Flügel bildet, wird immer mehr hinausgerückt, je breiter die Flügel werden. Schließlich nimmt es den gesamten Innenraum der Kanten ein, insofern es auf der Stielunterseite mehr als auf der Oberseite hinabgreift. Weiter aufwärts stellt das Kollenchym schließlich nur noch ein im Querschnitt gleichschenklig-dreieckiges Gewebe dar. Ungefähr 50 Millimeter vom Stielansatz entfernt, verschwindet es sogar ganz im Rande der Lamina. Dort werden dann nur noch Epidermiszellen ausgebildet, die hier höher als auf der Blattfläche und deutlich stärker auf ihrer Außenwand verdickt sind.

Art. 2

Blattlamina

Die äußere Gestalt eines ausgewachsenen Rübenblattes ist nahezu dreieckig; die Ecken sind meist abgerundet, am Grund sind sie gewöhnlich herzförmig, am Stiel herablaufend; ihr Rand ist wellig gebogen. Doch je nach Varietät verändert sich auch die Form der Blätter. Die Epidermis des Blattes bleibt auf der gesamten Fläche nahezu gleich, ohne dass wesentliche Unterschiede an der Blattspitze oder Basis zutage treten. Die oberseitige Epidermis besteht aus unregelmäßig-polygonalen Zellen mit mäßig wellig-gebogenen Wänden; der Durchmesser dieser Zellen misst 0,052 bis 0,064 Millimeter. Zur Blattspitze hin werden die Zellen kleiner. Häufig finden sich in der Epidermis auch rundlich-polygonale Zellen, auf welche die umgebenden Zellen dann radial gerichtet sind. Und genau diese Zellen sind es, welche in ihrer Jugend (etwa bis das junge Blatt 25 Millimeter Länge maß) Haare trugen – Gliederhaare also, welche immer auch den jungen Blattstiel bedecken und einst aus einer Reihe von meist tonnenförmigen Zellen (bis zu 22 oder und mehr) mit dicker Membran bestanden. Die Epidermis der Unterseite hat unregelmäßige, noch mehrere wellig-gebogene, polygonale Zellen, deren mittlerer Durchmesser 0,06 Millimeter beträgt. Spaltöffnungen kommen auch hier auf beiden Seiten vor. Sie sind im Bereich der Blattspitze am zahlreichsten vorhanden. Zur Blattbasis hin nimmt ihre Anzahl jedoch ab. Hier ein Zahlenbild zu diesen Spaltöffnungen:

Zwar ist die Anzahl der Spaltöffnungen in der Gegend der Blattspitze für gewöhnlich am größten und nimmt zur Basis hin ab, wiewohl LP’s Messungen belegen, dass dies offenbar nicht immer der Fall ist. Hier aber sind die Spaltöffnungen nicht, wie bei den Keimblättern, eingesenkt, sondern liegen auf einer und derselben Ebene mit den Epidermiszellen. Das Palisadenparenchym des Blattgrundgewebes wird aus 3 bis 5 Schichten gebildet, welches aus sackartig gestreckten, sowie senkrecht gegen die Epidermis gerichteten Zellen bestehen. Ihre Zelllänge misst rd. 0,044 Millimeter, ihre Breite 0,010 Millimeter. Das Schwammparenchym besteht aus rundlich-unregelmäßigen Zellen, die nach oben allmählich in die Palisadenzellen übergehen. Ihr mittlerer Durchmesser beträgt ≈0,031 Millimeter. Der Inhalt dieser Blatt-Parenchym-Zellen besteht neben Chlorophyll (insbesondere in der Nähe der Fibrovasalstränge) aus Traubenzucker. Im Schwammparenchym selbst, und dort wiederum mehr in der Mitte des Blattquerschnittes, finden sich Zellen, die voll von kleinen oktaedrischen Einzelkristallen aus oxalsaurem Kalk sind. Die Blattmittelrippe (gleich dem Blattstiel: bereits in ihrem ersten Verlauf vollständig gebaut), weist auf ihren Kanten sowie auf den Riefen unterhalb ihrer Epidermis kollenchymatisches Gewebe auf. Umgeben von grünem Grundgewebe, liegen in ihrer Mitte die Gefäßbündel, und zwar in selbiger Anordnung wie im Blattstiel. In gleichem Maße, wie sich die Fibrovasalstränge zu Nerven höherer Ordnung verzweigen, vermindert sich die Zahl der Elemente, die diese begleiten und bilden helfen. Allmählich verschwindet das den Strängen eigene Grundgewebe und Kollenchym. Die über ihnen liegende Epidermis verliert ihre Besonderheit; die Elemente des Fibrovasalstranges verlaufen im Blattparenchym selbst und verschwinden ebenfalls, bis als letzte Endung eine oder mehrere Spiralfaserzellen übrigbleiben (ähnlich wie bei der Nervatur der Keimlappen). Diese letzten Elemente werden – wie dort – kürzer und dicker, legen sich oft zu zweien oder zu dreien nebeneinander und schieben sich in die Interzellularräume der Parenchym-Zellen hinein. Die Scheide der Fibrovasalstränge ist schließlich ebenso wenig scharf, wie gleichsam im Blattstiel selbst. Häufig findet sich in Zellen, die den Bastteil des Stranges einschließen und kleiner als das umgebende Grundgewebe sind, Stärke, manchmal aber auch Traubenzucker.

Art. 3

Die Rübe

Gewöhnlich wird die Rübe als „Wurzel“ bezeichnet, was rein morphologisch gesehen natürlich falsch ist. Vor allem aber leuchtet es ein, dass der Teil, der „Rübenkopf”' heißt, gar keine Wurzel sein kann, weil er Blätter trägt und in seinem Innern ein Mark einschließt. Doch auch ein beträchtlicher Teil der Rübe, der unter den Blättern bzw. Kotyledonen liegt, darf nicht als Wurzel gedeutet werden, da dieser aus dem hypokotylen Glied hervorgeht. Äußerlich gibt sich an jungen Rüben dieser kotyledonare Teil (etwa das obere Drittel) als glatt und ohne Nebenwurzeln zu erkennen. Bei der ausgewachsenen Rübe erstreckt er sich etwa bis zu der Stelle, wo sie den größten Umfang hat. Wie bereits festgestellt, ist der anatomische Bau des hypokotylen Gliedes bei der Beta vulgaris (in seinem größten unteren Teil) vollständig dem der Wurzel analog. Ferner findet erst ab 2 Millimeter unterhalb des Vegetationskegels eine Umlagerung der einzelnen Elemente in Fibrovasalstränge für den sich einschiebenden Markkegel statt. Als Grenze zwischen hypokotylem Glied und Wurzel wird die Region der jungen Pflanze bezeichnet, die (im Niveau des Bodens liegend) durch eine kleine Anschwellung gekennzeichnet ist, unter welcher die nahezu plötzliche Verjüngung der Wurzel beginnt, und wo fernerhin aus dem „Rhizogen“ des Fibrovasalstranges die ersten Nebenwurzeln abgehen. Die künftige Rübe entsteht und besteht ganz und gar aus dem hypokotylen Glied, nebst der darunter befindlichen Hauptwurzel. Da aber beide, wie oben beschrieben, bis auf rd. zwei Millimeter unter dem Ansatz der Kotyledonen einen völlig gleichen Bau haben, so ist auch zwischen dem Bau des Teiles der Rübe, der aus dem hypokotylen Glied hervorgeht und demjenigen, welcher sich aus der Hauptwurzel bildet, kein Unterschied auszumachen; infolge können also beide gemeinschaftlich betrachten werden.

Phloem und Xylem sind in das dünnwandige protoplasmareiche Gewebe eingebettet, das nach außen von der Rhizogenschicht und der Scheide abgeschlossen wird (das sog. „Füll- oder Leitgewebe”). In diesem, an der inneren Seite des Phloems, bildet sich bei der folgenden Entwicklung das Kambium. Durch dessen Tätigkeit entstehen zuerst Gefäße des sekundären Holzes, welche sich an die jüngsten, also an die Mitte der primären Holzplatte anschließen. Diese sind etwa doppelt so weit wie die primären Gefäße; zudem sind sie gleichfalls netzfaserig verdickt. An diese lehnen sich nach außen bald wieder neue an, und zwar so, dass sie schließlich auf jeder Seite eine Reihe bilden, die dann immerzu parallel zu der primären Holzplatte steht. So entsteht mitten auf der primären Holzplatte je ein sekundärer Xylem-Bereich (was zunächst erstmal rechts und links wahrgenommen wird). Ursprünglich zwischen Phloem und Xylem ausgegangen, verbreitet sich das Kambium bald seitlich zu den Enden der Gefäßplatte hin, ohne sich i.d.R. zu einem vollständigen Ring zusammenzuschließen. Denn meist bleibt über den Enden des Protoxylems ein Streifen von parenchymatischem Gewebe stehen, der als „großer“ Markstrahl die beiden Kambium-Halbkreise und dann die sonach daraus entstehenden sekundären XylemKreise trennt. Zeitgleich zu dieser seitlichen Verbreitung des Kambiums ordnen sich seine Elemente deutlich radial an.

Innen bildet sich das Kambium in Holzgefäße und Holzfasern weiter um. Die letzteren, mit starken, glänzenden Membranen, bilden nunmehr häufig eine Grundmasse, in welcher die 2 primären Gefäßbündel und die sekundären Gefäße eingelagert sind. Rasch werden nun jene beiden, mit der primären Holzplatte parallel stehenden Parts des sekundären Holzes über die Länge der primären Platte hinaus vergrößert. Das so neu entstandene Holzgewebe wird radial sauber geordnet, und zwar analog zu den radialgestellten, kambialen Zellreihen, aus welchen es hervorging. So erzeugt die Tätigkeit des Kambiums einen breiten Ring sekundären Xylems, der die primäre Holzplatte beiderseits halbkreisförmig umgibt. Doch die Zellen der primären Rinde und Epidermis sind in diesem Stadium meist schon abgestorben. Die Zellen der Scheide zeigen z.T. schon neu aufgetretene radiale Wände. In noch höherem Maße aber haben sich die Rhizogen-Zellen radial geteilt und zusätzlich noch verkorkt. Jenes relativ kleinzellige Korkgewebe bildet je nach Bedarf von nun an die sich erweiternde Decke, unterdessen die o.g. primären Gewebe bald zerrissen und sukzessive abgestoßen werden. An den jungen Rüben bilden sie auf dem Kopf die bekannten längsgerissenen, toten Schuppen. In der Entwicklung der Rübe stellt die Keimpflanze also das erste Stadium dar, während das zweite dasjenige Stadium ist, welches soeben beschrieben wurde, wonach dessen Beendigung das dritte einläutet, welches im Wachstum der Rübe als fortlaufende Replikation gilt: die Massenausbildung der Zuckerrübe. In jenem breiten Ring aus parenchymatischem, sekundärem Phloem (zwischen Kambium und Protophloem), welcher gleichzeitig mit der Bildung des sekundären Xylems nach außen durchs Kambium entstand, treten in einer tangentialen Zone gruppenweise Zellen auf, die durch einen ziemlich üppigen protoplasmatischen Inhalt auffallen. In diesen treten lebhafte, tangentiale Teilungen ein, wodurch neues, sekundäres Kambium entsteht.

Dieser Vorgang vollzieht sich zuerst hinter den primären Bastbündeln (also ähnlich der Entstehung von primärem Kambium), setzt sich von dort aus jedoch sehr schnell nach rechts und links fort. Durch seine Tätigkeit entstehen in der soeben genannten Weise bald ringförmig angeordnete Bündel von Kambiumzellen, von welchen die Bildung neuer Fibrovasalstränge ausgeht (nachdem sie eine gewisse Stärke erreicht haben). Diese Fibrovasalstränge sind im fertigen Zustand gewöhnlich doppelt keilförmig, wie die vieler Dikotylen. Auch stimmen sie insofern mit den gewöhnlichen Dikotylen überein, als der innere und äußere Keil in wesentlich verschiedener Weise ausgebildet ist: der innere lässt über seine Deutung als Xylem keinen Zweifel zu, hingegen der äußere (sofern man ihn als Phloem auffasst) vom gewöhnlichen Phloem ganz wesentlich abweichend gebaut ist. Der Bau beider Teile ist im Einzelnen folgender: Der innere Keil zeigt augenfällig in seiner Mitte eine radiale Reihe von Gefäßen, die sich ursprünglich radial entwickelt haben und vornehmlich im Außenbereich von wenigen dickwandigen Holzfaserzellen begleitet sind.

Rechts und links von dieser Gefäßreihe liegen – nach außen hin – die sich verbreiternden Massen von Holzparenchym, dessen Zellen allerdings nicht verholzen und sich von den angrenzenden, später radial gestreckten Markstrahlzellen, nur dadurch unterscheiden, dass sie axial gestreckt sind. Der äußere Keil mit seiner nach außen gelegenen Spitze besteht aus dünnwandigen Elementen. Die dem Xylem anliegenden, auf der Breitseite des Keils liegenden, sind m.E. dünnwandige Bastfasern. Hinweis: sie sind im Längsschnitt mit ihren spitzen Enden zwischen- einander geschoben. Die Masse der weiter nach außen hin liegenden Fasern und die Spitze des Keils bildenden Zellen bleiben paremchymatisch und werden als „Bastparenchym“ bezeichnet. Zwischen den Phloem-bereichen bleiben Markstrahlen obiger Bildung vorhanden. Teilungsfähiges Kambium ist zwischen Xylem und Phloem letztlich nicht mehr übrig. Dieser ganze Vorgang der Bildung eines tertiären Gefäßbündelkreises beginnt zuerst im obersten Teil der Rübe. Dort treten auch die ersten Gefäße auf. Indem diese Bildung nun immer weiter zur Wurzelspitze hinab vorschreitet, nähern sich die tertiären Fibrovasalstränge immer mehr den zentraleren, um sich schließlich mit ihnen zu vereinigen. Bei der Bildung dieser einen tertiären Gefäßbandelzone bleibt es folglich nicht. Denn sobald in diesem die ersten Gefäße gebildet werden, hat sich das zur Rinde hin gelegene Epenparenchym wiederum maßgeblich verbreitert. In ihm ist wieder eine Zone von Zellen aufgetreten, welche einen dichteren, protoplasmatischen Inhalt aufweisen. Diese teilen sich zu Kambialzellen und leiten nun denselben Vorgang ein, wie er oben als Stadium 3 beschrieben ist. Er wiederholt sich nun wieder und wieder, und er ist es auch, welcher schließlich die Rübe in ihrer ganzen Dicke erzeugt.

Nachdem die Entwicklungsgeschichte der einzelnen Rübengewebe vorgestellt worden ist, sollte das Bild, das uns der Querschnitt einer ausgewachsenen Rübe (etwas unterhalb des Markes geführt) liefert, verständlich sein. Makroskopisch erblickt man einen 2-lappigen Zentralkörper aus Holz, um den mit durchscheinenden, breiten Bändern aus parenchymatischem Rübenfleisch abwechselnd strahlige Holzkreise anzutreffen sind. Der 2-lappige Holzkörper in der Mitte ist das sekundäre Xylem (Stadium 2), von den zwei sog. „großen“ Markstrahlen durchzogen und geschieden. Die Strahlenkreise sind die aus tertiärem Meristem gebildeten parenchymatischen und prosenchymatischen Produkte. Bei näherer Betrachtung zeigt sich nun in der Mitte der Rübe (wo zuvor die primäre Holzplatte lag) Parenchym-Gewebe. Dieses ist de facto nachträglich, d.h. durch Rückwärtswachsen (Zellvermehrung) der „großen“ Markstrahlen entstanden, durch welche das Protoxylem einseitig weg- bzw. an das sekundäre Xylem abgedrängt worden ist. Dieses sekundäre Xylem ist radial von breiten Markstrahlen durchzogen.

Nach außen hin liegt i.d.R. der erste, älteste und breiteste (bis zu 40 Zellen breite) Ring von Epenparenchym. Er entstand durch die Tätigkeit des primären Kambiums. Der folgende Strahlenkreis ist der ob. im 3. Stadium beschriebene Fibrovasalkreis. So einander abwechselnd, folgen dann weitere Zonen von parenchymatischem und prosenchymatischem Gewebe, deren Zahl (8 bis 10) stark variiert. Der äußerste Strahlenkreis weist noch keine Gefäße auf, da er vorab nur aus kambialen Bündeln besteht. Diese werden nach außen von dem jüngsten Epenparenchym begrenzt. Letzteres ist in etwa ein Dutzend Zellschichten breit und geht nach außen in ein Korkkambium über, welches bereits zu Beginn des Stadiums 3 entstand (zeitgleich mit Bildung des sekundären Kambiums). Dies Phellogen (Korkkambium) scheidet zentripetal Korkzellen ab, vermöge dessen die äußere Hülle der wachsenden Rübe auch der fortwährenden Hüllen-Umfangserweiterung folgen kann.

Zur Beschaffenheit der Zellelemente: Das Parenchymgewebe (gleich, ob dies oben auch als Holzparenchym oder Epenparenchym bezeichnet wurde), ist überall gleichgestaltet und besteht aus großen, rundlichen, polyedrischen Zellen, welche in der Nähe der Gefäßbündel englumig und in den Markstrahlen oft radial gestreckt erscheinen. In der Mitte der Parenchym-Zonen sind sie allerdings am größten. Ihr Durchmesser beträgt etwa 0,028 bis 0,178 Millimeter. Zwischen sich ermöglichen sie weite (in der Nähe der Gefäßbündel engere), meist 3- oder 4-eckige Interzellularräume, in welchen zumeist Luft geführt wird. Ihre Wandungen sind mit recht großen, rundlichen Poren versehen, die an einzelnen Stellen zu Gruppen vereint liegen. Sie sind die Hauptträger des Rohrzuckers in der Rübe, neben welchem sie zusätzlich geringe Protoplasmareste und einen großen Zellkern führen. Die äußerste Zellschicht, welche an die Korkhülle anstößt, führt häufig roten Farbstoff, hingegen er im Kopfe der Rübe (sofern er aus dem Boden ragt) Chlorophyll führt.

Die Holzgefäße haben dicke, glänzende Wandungen, die meist netzförmige, mithin ins Poröse übergehende Verdickungen zeigen. Ihre Querwände sind kreisförmig durchbrochen. Die sie zusammensetzenden Elemente haben eine mittlere Länge von 0,102 Millimetern, bei einem Durchmesser von 0,014 bis 0,089 Millimetern (im Mittel 0,046 Millimeter). Die verholzten Fasern (gleich wie die Gefäße: Luft führend) sind von zahlreichen ovalen Poren übersät. Ihre mittlere Länge liegt bei 0,290 Millimetern, ihr Durchmesser bei etwa 0,018. Die dünnwandigen Bastfaserzellen, welche in breiter Lage die Gefäße und dickwandigen Holzfasern zur Rinde hin begrenzen, sind zylindrische oder prismatische Zellen, axial gestreckt, und sie greifen mit spitzen Enden ineinander. Zwischen ihnen und den Zellen des Bastparenchyms, die auf dem Längsschnitt rechteckig und an ihren Enden nicht zugespitzt sind, finden sich Übergänge. Beiderlei Zellen haben gleiche Längen (ca. 0,097 Millimeter). Auch sie führen Zucker neben reichlicherem protoplasmatischen Inhalt. Das Korkgewebe (bei einer ausgewachsenen Rübe aus 2 bis 12 Zellschichten bestehend) hat tafelförmige, mehr oder minder rechteckige, auf Längs- und Querschnitt in Reihenform geordnete Elemente. Ihre mittlere Länge beträgt 0,058 Millimeter, ihre Breite etwa 0,034, ihre Dicke 0,011.

Art. 4

Der Rübenkopf

Der aus dem obersten Teil des hypokotylen Gliedes entstandene Rübenkopf ist ein exquisiter Stamm, der Blätter hervorbringt und in seinem Innern Mark einschließt. Schon bei der Keimpflanze war zu beobachten, dass sich die 2 Fibrovasalstränge 2 Millimeter unter ihrer Ausbiegung in die Kotyledonen voneinander neigen und einem sehr spitzen Markkegel zwischen sich Raum geben. Hier ist das Mark an beiden Seiten vom Protoxylem umgeben, und, infolgedessen, alternierend von parenchymatischem „Füllgewebe“ (Phloem).

Die Elemente des Protoxylems ordnen sich tangential an und teilen sich in jeweils drei Stränge. Nun werden am Vegetationskegel die ersten Blätter angelegt (und zwar zwei – bald hintereinander), alternierend mit den Kotyledonen. Im Plerom unterhalb derselben entstehen dann ihre Fibrovasalstränge. Diese wachsen nach oben in das junge Blatt hinein, sowie nach unten (sich verlängernd), wo sie sich mit den Primärbündeln der Kotyledonen kreuzen. Dann legen sie sich zu beiden Seiten an die jüngsten, innersten Gefäße der primären Holzplatte an, wo sie nun das sekundäre Xylem darstellen. Doch noch ehe sie diese erreichen, begrenzen sie das Mark an jenen Seiten, wo zuvor noch das Füllgewebe lag. Hier differenzieren sie sich schließlich in weiterem Wachstum, und zwar zu gleichfalls mehreren Gefäßbündeln. Mit der Anlage weiterer Blätter am Vegetationskegel entstehen auch die Anlagen ihrer Spurstränge; diese (nunmehr abwärts steigend) kreuzen die der Kotyledonen und der ersten beiden Blätter, da sie ja auch innerhalb derselben entstehen, um infolge nach außen zu driften. Sie bilden auf dem Rübenquerschnitt den ersten konzentrischen Kreis, bestehend aus Prosenchymgewebe.

Dieser „Kreis“ setzt sich nach unten in der Rübe fort und legt sich schließlich an den Zentralholzzylinder an. So entsteht mit jedem neuen Blattkreis im Plerom des Vegetationskegels ein neuer Kreis von Gefäßbündeln, der sich noch vor dem 2. Stadium der Rübenentwicklung im mittleren und unteren Teil der Rübe weiterbildet. Das Mark des Kopfes besteht zuerst aus kleinen, rundlich-polygonalen Zellen, die sich durch senkrechte, nach allen Richtungen aufgestellten Wände teilen und so das Dickwachstum bewirken. Nach oben wird das Mark durch die Tätigkeit des Pleroms im Vegetationskegel vergrößert, in dessen Zellen es allmählich übergeht. Nach unten hin tritt es bei ausgewachsenen Rüben in das parenchymatische Gewebe über, welches sich meistens in der Mitte des zentralen Holzzylinders durch Zusammenstoßen der beiden großen Markstrahlen und durch Seitwärts-schieben und Zerreißen des primären Xylems nachträglich gebildet hat. Seine Zellen sind rundlich polygonal und verhältnismäßig übergroß (0,06 bis 0,18 mm). Sowohl die parenchymatischen Markstrahlen des Rübenkopfes, als auch das Mark selbst sind reich an Zellen, welche mit winzigen Einzelkristallen aus oxalsaurem Kalk vollgefüllt sind. Ihr Zellsaft ist jedoch arm an Zucker; in der Nähe des Pleroms des Vegetationskegels findet dafür umso mehr Protoplasma.

Art. 5

Stoffverteilung

Schon bei Betrachtung der anatomischen Verhältnisse zwischen den einzelnen Teilen der ausgewachsenen Rübenpflanze fand der Inhalt der verschiedenen Zellgruppen viel Erwähnung. Nun sei diese Stoffverteilung im Zusammenhang beleuchtet: Das Material, aus dem in der Rübe der Rohrzucker entsteht, wird in den Blättern gebildet. Dieses Material ist die im Chlorophyll erzeugte Stärke. Man weist dieselbe bekanntlich durch Zusatz von Jod und via Behandlung mit Kali und Essigsäure nach (zuvor wird die Pflanze vermittels Alkoholes entfärbt). Die so behandelten Blätter und Blattschnitte zeigen das Vorhandensein von Stärke im Blatt, ebenso deren Mengenverteilung (makroskopisch ganz gut erkennbar). Dasselbe erscheint blauschwarz gefärbt; diese Färbung ist im oberen Teil des Blattes eine dunklere als im unteren. Bei mikroskopischer Betrachtung allerdings zeigt sich dann in jedem einzelnen Chlorophyll-Körperchen eine Gruppe von Stärkekörnchen, welche rundlich oder oval (bis zu sechs und mehr an der Zahl) zusammen liegen. Die Stärke in den Chlorophyllkörpern unterliegt in den Chlorophyllzellen nun selbst einer Umwandlung in Traubenzucker, welcher dann im Zellsaft in Lösung geht. Legt man nämlich Schnitte oder ganze Blattteile in eine Kupfervitriol-Lösung, wäscht sie sorgfältig mit Wasser ab und behandelt sie dann mit heißer Kalilauge, so erhält man den bekannten, orangeroten, feinkörnigen Niederschlag von Kupferoxydul, welches durch den anwesenden Traubenzucker reduziert wurde.

Die Reaktion auf Zucker mittels Glycerins kann ebenfalls zum Nachweis von Zucker in den Chlorophyllzellen führen, unterdes allerdings durch Wasserentziehung runde, glänzende Tropfen dieser Stoffe in den Zellen hervortreten. In dieser Form des Traubenzuckers beginnt nun die Stärke ihre Wanderung in die Rübe hinab, um dort (nach Umwandlung in Rohrzucker) als Reservestoff eingelagert zu werden. Die Wege, auf denen diese Wanderung stattfindet, sind vorwiegend die Blattrippen. In den Zellbereichen nämlich, welche diesen am nächsten liegen, ist die Reaktion auf Zucker besonders intensiv; ferner nimmt die Menge des im Zellsaft gelösten Zuckers zu, je näher die Zellen den Blattrippen liegen. Unentbehrlich für diesen Zuckertransport ist v.a. das Grundgewebe der Blattrippen. Auch und insbesondere dort, wo Blattrippen höher entwickelt sind, sowie im Blattstiel selbst, wo das Kollenchymgewebe auftritt, ist ein derartiger Zuckertransport verifizierbar. Gewiss mag das in den Blättern erzeugte Material auch noch in anderer Form wandern. Zwar ist hier eine exquisite Stärkeseite der Fibrovasalstränge in den Blattrippen und dem Blattstiel nicht vorhanden, dennoch findet sich an anderer Stelle ein Zellgewebe, das meist einschichtig, bisweilen jedoch auch bis zu 5 Zellen dick sein kann, und zwar dort, wo es den unteren Teil der Gefäßbündel, d.h. deren Bastteil umschließt.

In diesen Zellen, die meist kleiner sind, als die sie umgebenden Zellen des Grundgewebes (i.Ü. diesen aber sehr ähnlich), ist das Vorhandensein von Stärkekörnern nachweisbar. Ein allmählicher Übergang und eine Umwandlung des Traubenzuckers in Rohrzucker im unteren Teil des Blattstiels oder im Kopf der Rübe ist mikrochemisch nicht nachweisbar, d.h., in den Blattstielen ist Rohrzucker bisher nicht klar belegbar. Die Insertionsfläche der Blattstiele ist fast immer auch die Grenze zwischen Trauben- und Rohrzucker. Nur ganz selten gelingt es, Spuren von Traubenzucker auch mal im oberen Teil des Rübenkopfes, d.h. nahe den Blattinsertionen in den Zellen des Grundgewebes anzutreffen. Der Rohrzucker ist überdies aus den fertigen Korkzellen des Oberhautgewebes, ferner aus den luftführenden Gefäßen und Holzzellen, die zwischen ihnen liegen, ausgeschlossen. In allen übrigen Elementen, d.h. im Mark, den Markstrahlen, den parenchymatischen, dünnwandig-prosenchymatischen Zellen der „Fibrovasalkörper“, selbst in den Korkmutterzellen sowie dem Kambium ist Rohrzucker vorhanden. Derselbe lässt sich i.Allg. mit der bekannten mikrochemischen Methode durch Behandlung mit Kupfervitriol und Kali nachweisen; in den einzelnen Zellen jedoch leicht auch mittels Glycerin-Reaktion. Auf diese Weise erhält man ihn in großen oder kleinen glänzenden Tropfen, welche aber auch recht schnell wieder verschwinden. Auf solcherart Reaktionen gestützt, darf angenommen werden, dass der Hauptträger des Zuckers das Parenchym ist. Feste Bestandteile im Parenchym sind das etwas körnige Protoplasma, welche wandständig – oder den Zellkern umlagernd – einzelne Stärkekörnchen und Kristalle beherbergen.

Ihre Zellwände zeigen die übliche Zellulose-Reaktion. Sie sind durch eine Interzellularsubstanz verbunden, die in heißem Wasser aufquillt und sich in Säuren und Kali löst. Diese Interzellularsubstanz besteht aus Pektose, welche sich in Pektin und Pektinsäure umwandelt. Bei diesem Prozess wird die Interzellularsubstanz verflüssigt, diese senkt sich in tieferliegende Interzellularräume hinab und wird in den Räumen, welche sie sonach verlässt, durch Luft ersetzt. Doch diese vorgenannten glänzenden, stark lichtbrechenden Tröpfchen, welche in der Zellsubstanz auftreten, lassen sich auch nach längerer Behandlung mit Alkoholmaterial und Äther nicht auflösen. LP setzt hierzu ein neues Verfahren ein, mit dessen Hilfe sonach das Protopektin aus vorgenannter Interzellulosesubstanz extrahiert und zu gelierfähigem Pektin mikrobiell-enzymatisch aufbereitet werden kann. Das Rindengewebe, das als Korkkambium auf der Außenseite das verkorkte Periderm erzeugt, ist ebenfalls zuckerhaltig. Bis in die Korkmutterzellen hinein finden sich jene glänzenden Zuckerkügelchen in den Zellen (bei Behandlung mit Glycerin). Dass das Mark hingegen in sehr viel geringerem Maße als die übrigen Teile zuckerhaltig ist, darf zumindest approximativ versichert sein.

In älteren Rüben lösen sich die Zellen des Markes oft gänzlich voneinander, und es entsteht später durch Zugrundegehen derselben eine Höhlung. Der unter den nichtzuckerartigen Stoffen makrochemisch nachgewiesene Gerbstoff ist auch mikrochemisch zu konstatieren. Sowohl bei der Behandlung mit doppelchromsauren Kali, als auch bei der mit Eisenchlorid Lösung findet sich dieser Gerbstoff in der Epidermis der Blätter und des Blattstiels wieder; ferner ist er in den Zellwänden des kollenchymatischen Gewebes (in den Blattrippen und im Blattstiel), sowie in den Zellwänden des Bastes und des Holzes der Fibrovasalstränge jener Organe nachweisbar. In der Rübe selbst kommt er gar gelöst im Zellsaft der Parenchymzellen vor. In dieser Kombinanzwirkung setzt LP gleichsam neue Pektin Extrahierungsverfahren ein, die zu dessen Gelierbarmachung führen können. Vorgenannte, konventionelle Reaktionsmethoden vermögen bspw. den Gerbstoff nicht im Zellsaft nachzuweisen, wiewohl LP diesen in den Zellwänden (besonders in denen des Holzgewebes) zu lokalisieren vermag. In größeren Mengen ist er auch im Korkgewebe vorhanden, wo er sich nach Behandlung mit doppelchromsaurem Kali als brauner Inhalt zeigt, der die Zellen ganz oder z.T. aushöhlt. Detaillierungen bleiben auch hier ausgespart.

Als weiteres USP gilt hiernach der dermatologisch vorgetestete Einsatz von Pectoskin gegen Acne vulgaris, Psoriasis ... ... ...

50 ml Pectoskin

20 ml distilled water

20 ml protopectin powder

9.5 ml organic glycerin (99.7%)

0.5 ml complementary active ingredients*

0,5 % complementary active ingredients:

Polyphenols (extracted from female hop cones)
Silk protein fibroin (Gly-Ser-Gly-Ala-Gly-Ala)n
Natural terpenes (extracted from pine resin)
Asteroideae seed oil essence

n-Octadecanoic acid (C18H36O2)
Calcium dihydroxide (Ca(OH)2)
Sodium hydrogen carbonateNaHCO3)
Magnesium dihydrogen phosphate (Mg (H2PO4)2)
and more (protected by know-how)!

Back